Soutenance mémoire
Le paludisme, première parasitose mondiale
Epidémiologie, répartition géographique et manifestations cliniques du paludisme
Le paludisme, ou « malaria », est une maladie infectieuse qui touche près d’une centaine de pays des régions tropicales, chaudes et humides . Il est très fortement retrouvé en Afrique Sub-Saharienne, où près de 90% des cas et 90% de la mortalité sont observés (dont 61% sont des enfants de moins de 5 ans) , mais aussi en Amérique centrale et en Amérique du Sud, en Asie du Sud-Est et dans certaines îles d’Océanie (Nouvelle-Guinée, Iles Salomon, Vanuatu). L’Organisation Mondiale de la Santé (OMS) a relevé 219 millions de nouveaux cas en 2017, dont 435 000 décès . Le paludisme est la première parasitose mondiale due au parasite du genre Plasmodium qui est transmis à l’Homme par une piqûre d’un moustique culicidé du genre Anopheles, de l’ordre des diptères . Seule la femelle anophèle, hématophage, transmet la maladie lors de son repas sanguin, classiquement entre le crépuscule et l’aube. Il existe aujourd’hui approximativement 480 espèces d’anophèles différentes, présentes partout dans le monde, sauf en régions très froides et dans certaines îles du Pacifique, de l’Atlantique et de l’océan indien. Parmi ces espèces, seule une trentaine transmet efficacement le paludisme à l’Homme . C’est notamment le cas d’Anopheles gambiae, vecteur majoritaire du paludisme en Afrique .
Sa transmission est multifactorielle , dépendant de la distribution des anophèles (liée au climat), de leur capacité vectorielle , des facteurs parasitaires (caractéristiques des différentes espèces de Plasmodium) et de l’hôte (facteurs génétiques associés à la protection, immunité, âge, …). La transmission est souvent saisonnière, et très forte lors ou juste après la saison des pluies.
En zone de forte endémie où la transmission est stable, l’immunité se développe avec l’âge, au cours des infections et suite à une exposition continue . Cette immunité n’est pas stérilisante et ne protège pas de l’infection, mais empêche progressivement le développement de formes sévères de paludisme (Figure 2). Ce phénomène appelé « prémunition » explique pourquoi les personnes les plus à risque sont les jeunes enfants, âgés de 4-6 mois (auparavant protégés par l’immunité maternelle transmise lors de la grossesse) à 5 ans, les femmes enceintes dont le statut immunitaire est particulier, les individus immunodéficients et les voyageurs en zone d’endémie de tout âge, n’ayant jamais rencontré le parasite. La prémunition n’est jamais définitive et se perd progressivement en cas d’absence d’exposition pendant une grande durée.
Agents pathogènes responsables du paludisme
Le parasite Plasmodium est un eucaryote unicellulaire du phylum des apicomplexes . Retrouvé dans le sang, il s’agit d’un hématozoaire. Il existe plus de 140 espèces de Plasmodium, mais 5 sont capables d’infecter l’Homme : P. falciparum, P. malaria, P. ovale, P. vivax et P. knowlesi (découvert en 2004, résultant probablement d’une zoonose avec les grands singes de Malaisie) . P. falciparum est l’espèce la plus répandue, la plus abondante en Afrique et responsable de la forme de paludisme la plus sévère et mortelle. P. vivax est l’espèce la plus fréquente hors du continent Africain. Ces 5 espèces diffèrent par leurs caractéristiques cliniques, biologiques et leur répartition géographique (Tableau 1).
Plusieurs manifestations cliniques peuvent être observées suite à l’infection par Plasmodium. L’infection peut être « asymptomatique », la présence de parasites est détectée, mais les sujets ne présentent aucun symptôme associé. Le paludisme peut être « simple », les sujets sont alors atteints de symptômes non spécifiques : fièvre, frissons, maux de tête, fatigue, douleurs abdominales, articulaires et musculaires, troubles digestifs (nausées, vomissements, diarrhée), anémie faible . La rate est souvent palpable quelques jours après le début de l’infection. La taille du foie augmente fréquemment, surtout chez les jeunes enfants, et les adultes souffrent parfois d’une jaunisse légère. Chez les jeunes enfants vivant en zones où la transmission est stable, les infections récurrentes peuvent causer des anémies chroniques et des splénomégalies. La pathologie peut aussi causer des symptômes plus sévères, lors du « paludisme grave ». Les sujets peuvent alors souffrir de graves anémies, de détresses respiratoires, d’acidose métabolique, d’obstructions vasculaires, d’atteintes graves d’organes vitaux, ou de comas (neuropaludisme) . Les formes sévères sont associées à la forte mortalité du paludisme.
Cycle de vie de Plasmodium
Le cycle de vie de Plasmodium s’effectue en deux phases chez deux hôtes différents. Le parasite se multiplie de manière asexuée, phase schizogonique chez l’Homme, qui est ainsi son « hôte intermédiaire », mais effectue sa multiplication sexuée, phase sporogonique chez l’anophèle, qui est donc son « hôte définitif » (Figure 3). Plasmodium a un cycle de vie haplonte. Il s’agit d’un organisme haploïde disposant d’une phase de multiplication sexuée à l’origine de formes diploïdes. Lors de son repas sanguin, l’anophèle transmet à l’Homme moins d’une centaine de sporozoïtes (haploïdes) mobiles (formes infectieuses du parasite pour l’Homme) présents dans ses glandes salivaires. Les sporozoïtes inoculés dans le derme migrent alors en quelques heures jusqu’au foie, en passant par la lymphe et le sang. Au niveau du foie, chaque sporozoïte envahit un hépatocyte. Le parasite, mononucléé, est alors appelé trophozoïte. Il s’y multiplie par schizogonie, amplifie son ADN puis le divise de façon binaire, sans division du matériel cytoplasmique, formant un schizonte hépatique pré-érythrocytaire multinucléé. Chaque sporozoïte peut donner entre 10 000 et 30 000 cellules filles appelées mérozoïtes. Il s’agit du cycle exo-érythrocytaire, qui est asymptomatique. Après 8 à 10 jours, le schizonte hépatique éclate, libérant des milliers de mérozoïtes uninucléés dans le flux sanguin, qui envahissent les Globules Rouges (GRs) et s’y multiplient .
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Table des matières
1-INTRODUCTION
1.1. Le paludisme, première parasitose mondiale
1.1.1.Epidémiologie, répartition géographique et manifestations cliniques du paludisme
1.1.2.Agents pathogènes responsables du paludisme
1.1.3.Cycle de vie de Plasmodium
1.1.4.Lutte contre le paludisme : diagnostic, traitements et prévention
1.1.4.1. Méthodes de diagnostic du paludisme
1.1.4.2. Traitements curatifs et prophylactiques
a. Les dérivés quinoléiques
b. Les dérivés de l’artémisinine
c. Les anti-métabolites
d. Les antibiotiques
1.1.4.3. Prévention
a. Traitements préventifs
b. Développement de vaccins contre le paludisme
c. Lutte et protection contre le vecteur du paludisme
1.2. Développement intra-érythrocytaire de Plasmodium falciparum
1.2.1.Multiplication asexuée au sein du globule rouge
1.2.2.Les protéines PfEMP1 sont responsables de la cytoadhérence
1.2.3.Cytoadhérence des globules rouges infectés dans le placenta : le paludisme de la femme enceinte
1.3. Interaction du parasite avec sa cellule hôte, le globule rouge
1.3.1.Le squelette érythrocytaire
1.3.1.1. Cytosquelette de spectrine-actine
1.3.1.2. Ancrage du cytosquelette spectrine-actine à la membrane
1.3.1.3. Le complexe ankyrine
1.3.1.4. Le complexe jonctionnel d’actine
1.3.2.Importance du cytosquelette du globule rouge pour le développement intra-érythrocytaire de P. falciparum
1.3.2.1. Invasion et formation de la vacuole parasitophore
1.3.2.2. Trafic protéique et Maurer’s Clefts
1.3.2.3. Propriétés membranaires et cytoadhérence
1.3.2.4. Sortie des mérozoïtes à la fin du cycle érythrocytaire
1.4. Le paludisme participe à la sélection positive de l’hémoglobine S
1.4.1.L’hémoglobine, protéine majeure des globules rouges
1.4.2.L’hémoglobine S, associée à la drépanocytose
1.4.3.Hémoglobine S et stress oxydant
1.4.4.L’hémoglobine S confère une protection relative contre le paludisme
1.4.5.Autres désordres du globule rouge conférant une protection contre le paludisme
1.4.5.1. Le déficit en Glucose-6-Phosphate Deshydrogénase
1.4.5.2. L’alpha-thalassémie
1.5. Mécanismes protecteurs de l’hémoglobine S contre le paludisme
1.5.1.Modulation de l’export des protéines parasitaires
1.5.2.Modulation de la présentation de PfEMP1 et de la cytoadhérence
1.5.3.Modulation de l’activation endothéliale lors de la cytoadhérence
1.5.4.Altération de la croissance pararasitaire dans les globules rouges HbAS
1.5.5.L’hémoglobine S génère un stress oxydant altérant le développement parasitaire
1.5.6.L’hémoglobine S induit la production d’hème oxygénase-1
1.5.7.Les globules rouges porteurs d’hémoglobine S sont plus efficacement éliminés
1.5.8.Rôle de l’immunité dans la protection conférée par l’hémoglobine S
1.5.9.Mécanismes de résistance conférés par d’autres désordres érythrocytaires
2-OBJECTIFS DE THESE
2.1. Objectifs principaux de la thèse
2.2. Quel est l’impact de l’altération par l’hémoglobine S de la présentation de PfEMP1 à la surface des globules rouges HbAS sur la réponse immune anti-palustre?
2.3. Quels sont les mécanismes à l’origine de l’altération de la présentation des antigènes à la surface du globule rouge HbAS infecté par P. falciparum ?
3-CHAPITRE 1 : Modulation, par l’hémoglobine S, de la réponse immune contre le globule rouge infecté par Plasmodium falciparum dans le cadre du paludisme gestationnel
3.1. Présentation et objectifs du projet
3.2. Matériels et méthodes
3.2.1.Réalisation de la sous-cohorte STOPPAM
3.2.2.Vérification du génotype d’hémoglobine par PCR-RFLP
3.2.3.Détermination du génotype G6PD par PCR-RFLP
3.2.4.Caractérisation du génotype alpha-thalassémie par PCR multiplexe
3.2.5.Culture parasitaire de P. falciparum
3.2.5.1. Obtention de sang de porteurs d’hémoglobine anormale
3.2.5.2. Conditions de culture de P. falciparum
3.2.5.3. Evaluation de la parasitémie des cultures parasitaires
3.2.5.4. Synchronisation des cultures par sorbitol
3.2.5.5. Infection des globules rouges HbAS – Synchronisation par MACS
3.2.6.Mesure du taux de liaison des plasmas à la surface des érythrocytes infectés par cytométrie en flux
3.2.7.Mesure de l’inhibition de cytoadhérence par des plasmas
3.2.8.Analyses statistiques
3.3. Article
3.4. Résultats non inclus dans l’article
3.4.1.Résultats des génotypages
3.4.1.1. Vérification du génotype du donneur HbAS
3.4.1.2. Génotypage HbS/C, G6PD et alpha-thalassémie des femmes de la cohorte
a. Génotypage HbS/C
b. Génotypage G6PD
c. Génotypage alpha-thalassémie
3.4.2.Les anticorps d’un même plasma ont une reconnaissance plus importante des antigènes de la surface de globules rouges HbAA que HbAS infectés
3.4.3.Etude de l’inhibition, par les plasmas, de la cytoadhérence à la CSA des érythrocytes HbAA et HbAS infectés selon le polymorphisme érythrocytaire des mères
3.5. Discussion
4-CHAPITRE 2 : Modulation, par l’hémoglobine S, du protéome et du phosphoprotéome de la membrane du globule rouge infecté par Plasmodium falciparum
4.1. Présentation et objectifs du projet
4.2. Matériels et méthodes
4.2.1.Vérification du portage d’anomalies érythrocytaires
4.2.2.Culture parasitaire de P. falciparum
4.2.2.1. Obtention de sang de porteurs d’hémoglobine anormale
4.2.2.2. Culture de P. falciparum dans les globules rouges HbAA et HbAS
4.2.2.3. Suivi de la croissance parasitaire par cytométrie en flux
4.2.3.Préparation des extraits membranaires de globules rouges infectés par P. falciparum
4.2.3.1. Préparation des ghosts érythrocytaires
4.2.3.2. Préparation des lysats érythrocytaires
4.2.4.Etude protéomique des lysats par Western-Blot
4.2.5.Etude des protéines par spectrométrie de masse
4.3. Résultats
4.3.1.Génotypages d’hémoglobine, G6PD et alpha-thalassémie des donneurs
4.3.2.Comparaison de la croissance de P. falciparum dans les hématies HbAA et HbAS
4.3.3.Protéome et phosphoprotéome de la membrane des érythrocytes en fonction de l’infection par P. falciparum et du portage hétérozygote de l’HbS
4.3.3.1. Protéome des protéines érythrocytaires de la membrane du globule rouge HbAA et HbAS non infecté et infecté par P. falciparum
4.3.3.2. Phosphoprotéome des protéines érythrocytaires de la membrane du globule rouge HbAA et HbAS non infecté et infecté par P. falciparum
4.3.3.3. Protéome et phosphoprotéome des protéines parasitaires de la membrane du globule rouge HbAA et HbAS infecté par P. falciparum
4.3.4.Modulation de la phosphorylation de tyrosines de la Bande 3 selon l’infection et le génotype HbAS
4.3.5.Croissance de P. falciparum dans les globules rouges Lu-CAM et ENT1 null
4.4. Discussion
5-DISCUSSION
6-CONCLUSION
