Le matériel végétal : Cucumis sativus

Le matériel végétal : Cucumis sativus

Le matériel végétal 

Cucumis sativus Cucumis sativus L. appartient à la famille des cucurbitacées. Il est cultivé sous deux formes. La première forme produit des petits fruits à épicarpe verruqueux qui sont récoltés jeunes appelés cornichons. La seconde forme produit des longs fruits plus imposants à épicarpes lisses ou épineux appelés concombre. Cette plante est une herbacée annuelle monoïque. Elle possède une tige rampante munie de vrilles qui lui permettent de se fixer à un support. C. sativus produit des feuilles simples, palmatilobées et le plus souvent poilues. Son système racinaire est dense et plutôt superficiel suivant le substrat (Figure 2) (Brajeul et al., 2001). C. sativus possède des petites fleurs jaunes pentamères et sexuées. Le fruit est produit par parthénocarpie et il est composé à 96% d’eau (Brajeul et al., 2001), le reste étant principalement des glucides (2%).

Le fruit est récolté avant sa maturité physiologique, une dizaine de jours après la floraison en été (CFPPA, 2015). C. sativus a une croissance maximale en substrat légèrement acide (pH compris entre 5,5 et 7) (CFPPA, 2015). Le DH (déficit hydrique) optimal pour sa culture est compris entre 3 et 7g/kg d’air (Brajeul et al, 2001). Les températures optimales de croissances de C. sativus étaient de 21°c de moyenne le jour et de 18°c de moyenne la nuit (Brajeul et al, 2001). Ces températures sont celles utilisées comme consigne dans les essais de cette étude. Sur une année, deux à trois cultures de concombres peuvent se succéder. Ce système permet de limiter les risques sanitaires en renouvelant les plantes (Brajeul et al., 2001). Les variabilités entre les différents cultivars peuvent provenir de la forme des fruits, et des différentes tolérances ou résistances aux bioagresseurs et aux conditions climatiques (Brajeul et al., 2001). Deux variétés ont été utilisées dans ces essais, possédant des caractéristiques différentes (Annexe A1).

La variété Proloog HF1 (RijkZwaan) a été utilisée lors de la première culture. Elle est fréquemment employée dans le bassin de production nantais ce qui permet de disposer de références sur son utilisation. Elle possède une tolérance au mildiou (Pseudo peronosporacubensis) et à l’oïdium (Ersysiphe cichoracearum) ainsi qu’une résistance à la cladosporiose (Podosphaeria Xanthii) (Blancard et al., 1991 ; Rijk Zwaan, 2015) La variété Marbon (RijkZwaan) estune nouvelle variété de concombre en culture hors sol. C’est une variété utilisée en période estivale, en 2ème ou 3ème culture de concombre (Harrault, communication personnelle). Elle présente une tolérance à l’oïdium (E. cichoracearum) (Blancard et al., 1991 ; Albert, 2014b).

Les symptômes provoqués par D. bryoniae

D. bryoniae provoque des symptômes sur tiges, feuilles et fruits. Les symptômes à la base des tiges sont des lésions brunes avec des petits points noirs (pycnides) (Figure 3) au niveau des blessures (plaies de tailles, attaches des cotylédons, tissus sénescents…). Ces lésions peuvent se fissurer et une sève gommeuse ambrée peut gouter. Si les symptômes se développent autour de la tige, la nécrose touche les vaisseaux, la plante va alors flétrir puis mourir (Carrier, 2008). Les symptômes sur feuilles apparaissent à l’extrémité de celle-ci, sous forme de nécroses jaunes brunes. La nécrose se propage dans le reste de la feuille sous la forme d’un V. Comme pour les tiges, les pycnides noires sont visibles (Figure 4) (Carrier, 2008). Une infection précoce sur jeunes fruits peut entrainer leur avortement.

Les symptômes sur fruits sont les plus dommageables en production de concombre. Ils sont peu visibles à l’extérieur du fruit (Figure 5a). Cela se traduit par un amincissement et un assombrissement du calice (extrémité du concombre) dut au développement d’une pourriture noire à l’intérieur du concombre (Figures 5b et 5c). A un stade avancé de la pourriture, le calice prend une couleur noire due à la prolifération des organes de fructification du champignon. Des taches jaunes puis brunes ou grises apparaissent sur le fruit. Ces taches sont molles et humides, et des gouttes d’exsudats gommeux sont visibles au centre. Les symptômes avancés apparaissent souvent lors du stockage (Carrier, 2008).

La biologie de D. bryoniae

D. bryoniae est un ascomycète nécrotrophe. Il a pour hôte les plantes de la famille des cucurbitacées. Ce pathogène est très répandu dans la culture des cucurbitacées en serre chauffée en Europe, notamment en France (Blancard et al., 1991). Ce champignon peut survivre dans le sol, les serres et les débris végétaux non décomposés pendant une année (Aerts,2014). Les principales sources d’inoculum sont les périthèces qui sont présents sur les tissus sénescents. Les plantes affaiblies sont particulièrement vulnérables à D. bryoniae. Les blessures et les tissus morts sont la voie d’infection privilégiée, comme par exemple les blessures dues à la taille des plantes (Van Steekelenburg, 1985).

L’infection des tissus vivants peut également se produire si ceux-ci sont recouverts d’eau libre pendant au moins une heure (Arny and Rowe, 1991). Le champignon va pénétrer dans les cellules à travers la cuticule. Le mycélium est d’abord intercellulaire avant de pénétrer les cellules. Il va alors sécréter des enzymes de macération (Blancard et Mayet, 2014). Ces enzymes vont détruire les cellules et permettre au champignon nécrotrophe de se nourrir (De Neergaard, 1989). Les symptômes apparaissent au moins trois jours après infection (Blancard et Mayet, 2014). L’infection du fruit se fait via une blessure externe (Van Steekelenburg, 1986), soit via la fleur, par le stigmate et le style. L’infection est lente, il faut deux jours pour que le champignon atteigne le fruit. Il suit la même voie que tube pollinique. Le champignon s’installe dans les tissus du gynosporange (ovule) puis dans les tissus internes du fruit (De Neergaard, 1989).

Dans les plantes en croissance, il y a accumulation de substances phénoliques et de substances granuleuses dans certaines cellules pour restreindre la propagation du champignon (Annexes B1 et B2). Le champignon est encapsulé dans les tissus centraux du fruit. La croissance du fruit est perturbé et le calice est amincit à l’endroit de la pourriture (De Neergaard, 1989). Sur les tissus nécrosées, D. bryoniae forme des structures de dissémination : des pycnides et des périthèces (Annexe C1 et C2). Ils produisent respectivement des conidies (Annexe C3) et des ascospores (Annexe C4). Les spores et les conidies sont produites et expulsées en grande quantité pendant les périodes les plus humides, c’est-à-dire tôt le matin et dans les trois heures qui suivent le coucher de soleil (Diketal., 2015). Les ascospores sont dispersées par le vent au contraire des conidies qui sont transportées par des éclaboussures d’eau ou par les ouvriers (Blancard et Mayet, 2014).

Les méthodes de luttes actuelles Aucun fongicide curatif n’est homologué contre D. bryoniae en France. Il existe des produits à usage préventif comme le Prestop® (VerderaOy) (AMM n°2120177), un produit à base d’un champignon antagoniste est le seul fongicide utilisé comme préventif contre D. bryoniae en région nantaise (Ministère de l’agriculture et de l’agroalimentaire, 2015). Des expérimentations in vitro sur la germination des spores de D. bryoniae par Fiori et al. en 2000 ont montré l’efficacité des huiles essentielles d’Eucalyptus citriodora et Ageratum conyzoides. L’utilisation d’argile est aussi une piste de recherche pour limiter l’infection de D. bryoniae en serre grâce à son pouvoir asséchant (Lamb et al., 2002). Actuellement, il n’existe pas de variété résistante, ni de gènes de résistance connus (Diketal., 2015). Certaines variétés sont plus tolérantes grâce à des caractères morphologiques qui limitent l’infection du fruit par D. bryoniae comme une petite taille des fleurs, un long style ou une période de floraison courte (Van Steekelenburg, 1986).

La lutte prophylactique est à ce jour le meilleur moyen de lutte contre ce pathogène. Un système de culture avec 2 ou 3 cultures dans l’année permet de diminuer les impacts de la maladie en assainissant la serre entre les cultures (désinfection des serres) et en introduisant des plantes jeunes et saines au pathogène (Dik et al., 2015). La gestion du climat est l’un des paramètres les plus importants dans la gestion de ce pathogène. L’humidité est le facteur qui influence le plus le développement du champignon sur tige et sur feuilles. La maladie devient particulièrement dommageable quand la HR (humidité relative) estélevée (>90%) et surtout quand il y présence d’eau sur les plantes (Blancard et al., 1991). Au contraire des symptômes extérieurs, la pourriture noires des fruits est fortement influencé par la température (Van Steekelenburg, 1980).

Table des matières

Glossaire
Liste des abréviations
Liste des annexes
Liste des figures
Liste des tableaux
1.Introduction
2.Matériel et Méthode
2.1. Le matériel végétal : Cucumis sativus
2.2. Didymella bryoniae : un problème sanitaire majeur en culture de concombre
2.2.1. Les symptômes provoqués par D. bryoniae
2.2.2. La biologie de D. bryoniae
2.2.3. Les méthodes de luttes actuelles
2.3. La gestion de l’humidité sous serre
2.3.1. Le phénomène de condensation
2.3.2. Les paramètres climatiques
2.3.3. Des moyens de gestions de l’humidité
2.3.3.1. Le chauffage
2.3.3.2. Le palissage
2.4. Les expérimentations
2.4.1. Les essais
2.4.2. Le site expérimental
2.4.3. Le matériel de mesures
2.4.4. Les notations
2.4.4.1. Le comptage de D. bryoniae sur collets
2.4.4.2. Les comptages sur fruits
2.4.5. L’analyse du climat
2.5. Les analyses statistiques
3.Résultats
3.1. Impact de D. bryoniae sur le rendement
3.1.1. Essai positionnement forcas
3.1.1.1. 1ère culture
3.1.1.2. 2ème culture
3.1.2. Essai palissages
3.1.2.1. 1ère culture
3.1.2.2. 2ème culture
3.2. Impact du climat sur D. bryoniae
3.2.1. Essai positionnement forcas
3.2.1.1. 1ère culture
3.2.1.2. 2ème culture
3.2.2. Essai palissages
3.2.2.1. 1ère culture
3.2.2.2. 2ème culture
4.Discussion
4.1. Impact de D. bryoniae sur le rendement
4.2. Impact du climat sur D. bryoniae
5.Conclusion
Références bibliographiques
Annexe

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