LE DEVELOPPEMENT DES MELANOCYTES EPIDERMIQUES ET MELANOCYTES FOLLICULAIRES

LE DEVELOPPEMENT DES MELANOCYTES EPIDERMIQUES ET MELANOCYTES FOLLICULAIRES

Croissance des poils

Le pelage change en même temps que les animaux vieillissent, et celui des adultes diffère parfois nettement de celui des jeunes, reflétant des besoins différents de régulation thermique, de camouflage et de communication sociale et sexuelle. On peut en effet distinguer jusqu’à cinq types de pelages différents dans certaines races équines, correspondant à une période de la vie de l’animal : naissance, poulain, yearling (1 an), pelage adulte d’été et d’hiver. L’activité cyclique des follicules et le renouvellement périodique des poils permettent donc une adaptation saisonnière du pelage. Ce mécanisme est influencé par les changements de photopériode qui agit via l’hypophyse, l’hypothalamus et la glande pinéale en modifiant les taux de certaines hormones dont la mélatonine. Les poils ne poussent pas de manière continue, mais par cycles. Le poil n’a ainsi pas la même durée de vie que le follicule qui l’abrite.

On distingue trois phases : la phase anagène correspond à la phase de croissance du poil, durant cette phase les divisions au niveau de la matrice entrainent l’allongement du poil (la phase anagène peut elle-même être divisée en six phases, les stades I à IV correspondent à la phase pro-anagène durant laquelle il y a reprise de l’activité et différenciation, le stade V est appelée mésanagène et correspond à la transition vers la croissance rapide, enfin le stade VI appelé aussi metanagène correspond à la phase post-éruptive du nouveau poil (Stenn et Paus, 2001)). Lors de la phase catagène qui suit, les mitoses s’arrêtent et la partie inférieure du poil subit une apoptose. Cette phase est suivie par la phase télogène, une phase de repos qui est marquée par l’inactivité de la matrice et une involution de la racine du poil. Enfin, sous la dépendance de signaux issus de la papille dermique le bulbe se réactive et un nouveau cycle débute (Fuchs et al., 2001). Le cycle pileux est présenté dans les Figure 4 et Figure 5. Chez le cheval les poils en phase télogène restent en place et ne tombent que lorsqu’ils sont poussés par le nouveau poil. Le renouvellement est asynchrone, chaque poil étant dans un moment différent du cycle à un même instant. L’intervalle entre les cycles est variable d’une race à l’autre.

LE DEVELOPPEMENT DES MELANOCYTES EPIDERMIQUES ET MELANOCYTES FOLLICULAIRES

D’un point de vue embryonnaire les mélanocytes dérivent de la crête neurale et migrent dans l’épiderme au début de la vie foetale. La Figure 6 permet de suivre cette migration chez des embryons de souris transgéniques exprimant le gène rapporteur LacZ sous le contrôle du promoteur de Dct, un gène spécifique de la lignée mélanocytaire (DOPAchrome tautomerase ou tyrosinase-related protein-2 TyrP2). Chez la souris, les mélanoblastes des régions cervicales colonisent la face vers E12.5 (12.5ème jour du développement embryonnaire, la détection du bouchon vaginal le matin étant considérée comme le jour du développement embryonnaire E0.5) tandis que la colonisation du ventre n’a pas lieu avant E13.5. Vers E14.5, ils commencent à envahir l’épiderme puis migrent vers les follicules pileux en développement où ils continuent à proliférer et se différencier.

Le tronc de l’animal est envahi par beaucoup moins de précurseurs mélanoblastiques que les régions de la tête et de la queue, et les parties droite et gauche de l’embryon sont colonisées de manière indépendante. De plus, les descendants d’un même précurseur mélanoblastique couvrent des zones diffuses et chevauchantes (Jordan et Jackson, 2000; Wilkie et al., 2002; Yoshida et al., 1996). Les mélanocytes établissent dans l’épiderme une relation intime avec les kératinocytes où chaque cellule interagit symbiotiquement au sein d’une unité fonctionnelle et structurelle appelée unité mélano-épidermique (« epidermal melanin unit ») (Figure 7 et Figure 8). Cette unité est dynamique et hautement réactive vis-à-vis des stimuli endogènes et exogènes : la communication complexe entre le mélanocyte, ses kératinocytes voisins et l’environnement épidermique voisin est responsable du niveau d’expression de la fonction mélanocytaire (Scott et Miller, 2011).

La plus grande partie de la mélanine de la peau est située dans la couche basale de l’épiderme mais chez les animaux noirs on peut en trouver dans l’ensemble de l’épiderme, en quantité décroissante de la couche basale à la couche cornée, et au sein de mélanocytes des couches superficielles du derme (Miller et al., 2012; Scott et Miller, 2011). Bien que les mélanocytes ne représentent qu’une petite partie des cellules de l’épiderme ils jouent d’importants rôles notamment un rôle cosmétique par la coloration (expression sociale et sexuelle) et un rôle protecteur vis-à-vis des radiations ultraviolettes. Les mélanines sont en effet les principales responsables de la coloration de la peau et des poils au travers des deux pigments majeurs que sont l’eumélanine, de couleur marron à noire, et la phéomélanine, de couleur jaune à rouge. Ces deux pigments sont issus d’une même chaine métabolique dont le précurseur est l’acide aminé tyrosine transformé en DOPAquinone par l’enzyme tyrosinase.

La mélanogénèse prend place dans les mélanosomes classés du stade I au stade IV en fonction de leur degré de maturation. Les mélanosomes auraient pour origine l’appareil de Golgi selon certaines études (Kushimoto et al., 2001; Yasumoto et al., 2004a) tandis que d’autres études ont apporté des arguments en faveur de l’origine endosomale (Berson et al., 2001; Raposo et al., 2001) des mélanosomes. Les mélanosomes de stade I ne contiennent pas de mélanines et apparaissent transparents au microscope électronique. A mesure que la mélanine se dépose sur les matrices protéiques, les mélanosomes deviennent opaques. Dans le même temps ils migrent vers les dendrites où ont lieu les transferts aux kératinocytes voisins. Les acteurs moléculaires impliqués dans le transport des protéines mélanosomales et la biogenèse des mélanosomes peuvent être la cible de mutations dans des maladies génétiques desquelles pourra résulter des variations de robe comme une hypopigmentation.

Régulation de la pigmentation pilaire

La robe de nombreux animaux sauvages se caractérise par un pelage dit « Agouti », et qui correspond à un poil avec deux bandes d’eumélanine noire encadrant une bande de phéomélanine jaune comme le montre la Figure 15. Le passage de la production d’un pigment à l’autre dans les mélanocytes est appelé « switch ». Celui-ci est sous contrôle du récepteur à la mélanocortine MC1R codé au locus Extension. Le récepteur est la cible de deux protéines : l’α-MSH (α-melanocyte-stimulating hormone) et son antagoniste : la protéine Agouti codée au locus du même nom (aussi notée ASIP pour Agouti SIgnaling Protein). L’activation du récepteur par l’α-MSH conduit à la synthèse d’eumélanine tandis que l’inactivation par Agouti conduit à la synthèse de phéomélanine (Barsh, 1996; Jackson, 1994; Jackson et al., 1994; Lu et al., 1994; Siracusa, 1994; Suzuki et al., 1997). Des expériences d’hybridation in situ avec un anticorps reconnaissant la protéine Agouti ont mis en évidence son expression au niveau des mélanocytes des follicules pileux en suggérant une action paracrine (Lu et al., 1994; Matsunaga et al., 2000)

Une mutation perte de fonction dans le gène Mc1r (telle que l’allèle e du locus extension qui code un récepteur MC1R tronqué) empêche la stimulation de l’expression des acteurs de la mélanogenèse et a pour conséquence un pelage jaune chez la souris. En revanche, une mutation gain de fonction du récepteur (ED) provoque une activation constitutive de la mélanogenèse et donc un pelage noir (Bennett et Lamoreux, 2003). Le rôle de MC1R dans la pigmentation a été largement étudié chez les animaux domestiques comme le chien, le cheval, les bovins et même le lapin (Fontanesi et al., 2012, 2010; Rieder et al., 2001; Schmutz et Dreger, 2013; Schmutz et al., 2002). Dans la majorité des cas, les mutations perte de fonction engendrent une pigmentation phéomélanique (rouge/jaune), alors que les mutations gain de fonction induisent une coloration eumélanique (noire). Chez l’homme, plus de 70 allèles du gène MC1R ont été décrits et plusieurs mutations perte de fonction ségrègent dans les populations européennes et sont associées aux cheveux roux et aux peaux très blanches (Abdel-Malek et al., 1999, 2008; Kadekaro et al., 2003; Scott et al., 2002; Valverde et al., 1995).

Table des matières

LISTE DES FIGURES
LISTE DES TABLEAUX
ABRÉVIATIONS
INTRODUCTION
PREMIÈRE PARTIE : ÉTUDE BIBLIOGRAPHIQUE
I.LE SYSTÈME TÉGUMENTAIRE
I.1 Structure de la peau
I.1.1 L’épiderme
I.1.2 Les poils
I.1.2.A Follicules pileux
I.1.2.A.a Structure des follicules pileux
I.1.2.A.b Croissance des poils
II.LE DEVELOPPEMENT DES MELANOCYTES EPIDERMIQUES ET MELANOCYTES FOLLICULAIRES
I.2 Biogenèse du mélanosome
I.3 Le transport des mélanosomes
I.4 Régulation de la pigmentation pilaire
I.5 Bilan
III. DETERMINISME DES COULEURS DE ROBE CHEZ LES CHEVAUX
I.1 Robes de bases
I.1.1 Le locus Extension
I.1.2 Le locus Agouti
I.1.3 La robe « Alezan »
I.1.4 La robe « Bai
I.1.5 La robe « Noir »
I.2 Robes de bases modifiées
I.2.1 Dilution de la couleur de base
I.2.1.A Dilution crème : le locus Cr (Cream), gène MATP (SLC45A2)
I.2.1.B Dilution Pearl : le locus Prl (Pearl ou Perle)
I.2.1.C Dilution Silver : le locus Z (Silver), le gène PMEL17
I.2.1.D Dilution Champagne : le locus Ch (Champagne), gène SLC36A1
I.2.1.E Dilution Dun : le locus D (Dun)
I.2.2 Modification de la couleur de base
I.2.2.A Grisonnement : le locus G (Greying
I.2.2.B Rouan : le locus Rn (Roan)
I.2.3 Patrons
I.2.3.A Patron Pangaré, le locus P (Pangaré)
I.2.3.B Autres patrons identifiés
I.3 Autres robes mal caractérisées
LES COULEURS ET TEXTURES DE ROBES CHEZ LES ANES DOMESTIQUES
DEUXIÈME PARTIE : ÉTUDE EXPÉRIMENTALE
I.MATÉRIEL ET MÉTHODES
I.1 Animaux
I.2 Étude génétique
I.2.1 Sélection des gènes candidats
I.2.2 Extraction d’acides nucléiques
I.2.2.A ADN à partir de sang
I.2.2.B ADN à partir de brossettes buccales
I.2.2.C ADN à partir de follicules pileux
I.2.2.D ARN à partir de biopsies de peau
I.2.3 PCR (Polymérase Chain Reaction)
I.2.3.A Dessin des amorces de PCR
I.2.3.B Réaction de PCR
I.2.4 Purification
I.2.5 RT-PCR
I.2.6 Séquençage
I.2.7 Génotypage de SNP par pyroséquençage
I.2.8 Logiciels utilisés
RÉSULTATS
I.1 Gènes candidats retenus
I.1.1 Gènes candidats pour Noir/Bai/Chocolat
I.1.2 Gènes candidats pour la robe Grise
I.1.3 Gènes candidats pour le poil du Baudet du Poitou
I.2 Méthodologie d’analyse des séquences
I.2.1 Gènes candidats pour la couleur de robe Noir/Bai
I.2.1.A ASIP
I.2.1.B MC1R
I.2.1.C TYRP1
I.2.1.D DCT ou TYRP2
I.2.1.E BD103 (β-Défensine)
I.2.2 Gènes candidats pour la couleur de robe Grise
I.2.2.A PMEL17
I.2.2.B RAB27
I.2.2.C KITL
I.2.2.D VPS33a (candidat Dun
I.2.2.E MLPH
I.2.2.F TYR
I.2.3 Gènes candidats pour les poils longs
I.2.3.A FGF5
III. DISCUSSION
CONCLUSION
BIBLIOGRAPHIE
ANNEXES

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