Soutenance mémoire
Le cycle de vie du Plasmodium
Le cycle de vie du Plasmodium se divise en deux phases distinctes : une phase asexuée et une phase sexuée (Rosenthal et Miller, 2001 ; Mouchet et al., 2004). La phase asexuée du Plasmodium chez l’homme débute par l’inoculation, lors de la piqûre du moustique, du sporozoite, qui passe dans le foie. Après une phase de division dans les hépatocytes, il produit des schizontes hépatiques ; c’est la phase exoérythrocytaire du parasite. Arrivé à maturité, après 8 à 10 jours, le schizonte éclate, libérant plusieurs milliers de mérozoites dans la circulation sanguine. Ces mérozoites pénètrent dans les hématies où ils se transforment en trophozoites puis en schizontes érythrocytaires. Chacun de ces schizontes comporte 16 ou 32 noyaux-fils. Chaque noyau donne un mérozoite lorsque le globule éclate. Ce mérozoite va ensuite parasiter une hématie saine et le cycle schizogonique recommence. C’est la phase érythrocytaire du cycle. L’éclatement des globules rouges correspond à l’épisode fébrile qui caractérise la maladie.
La phase sexuée commence lors du repas de sang de l’anophèle femelle. Elle absorbe des gamétocytes mâles et femelles. Dans son estomac, ces gamétocytes se transforment en gamètes alors que les éléments asexués du parasite sont digérés :
– Un gamétocyte femelle produit un gamète femelle (n chromosome)
– Un gamétocyte mâle peut produire, par exflagellation, après division du noyau, huit gamètes mâles (n chromosome).
Les éléments mâles et femelles se conjuguent dans l’estomac de l’insecte pour former un zygote, œuf mobile l’ookinète qui traverse la membrane péritophique entourant le bol alimentaire sanguin et la paroi stomacale et forme un oocyste qui se divise immédiatement. L’oocyste se transforme en sporozoites et sont libérés dans la cavité générale de l’insecte puis gagnent ses glandes salivaires. Une piqûre du moustique boucle le cycle du Plasmodium .
Les traitements du paludisme
Plusieurs familles de molécules sont utilisées pour traiter le paludisme. On peut citer :
-Les 4-aminoquinolines : dans cette classe se trouve la chloroquine et l’amodiaquine .
En raison de leur propriété de base faible, les 4-aminoquinolines se voient attribuer leur efficacité par leur accumulation dans la vacuole digestive du Plasmodium. En dégradant l’hémoglobine, le Plasmodium libère la ferriprotoporphyrine, une forme soluble et toxique de l’hème. Elle est ensuite cristallisée en hémozoine qui est un produit de désintoxication majeur. Les 4-aminoquinolines forment un complexe avec la ferriprotoporphyrine dans la vacuole digestive et inhibent ainsi la formation de l’hémozoine. Cela entraîne la mort du Plasmodium par intoxication dû à l’accumulation de ferriprotoporphyrine (Egan, 2008).
-Les 8-aminoquinolines : on prendra comme exemple la primaquine .
Le mécanisme d’action par lequel la primaquine exerce son activité antipaludique est largement inconnu, mais les mitochondries peuvent être la cible biologique. Plus précisément, la primaquine s’accumule dans les mitochondries, entraînant un gonflement et des changements structurels dans les membranes internes (Lanners, 1991) détruisant ainsi la fonction de la mitochondrie.
-Les antifolates : dont appartiennent le proguanil, la pyrimethamine et la sulfadoxine .
Les antifolates bloquent la synthèse ou la conversion des dérivés de folate. Les dérivés du folate sont des cofacteurs cellulaires importants pour la production de désoxythymidylate (dTMP) nécessaire à la synthèse de l’ADN. La voie du folate génère également la méthionine, agit sur le métabolisme de l’histidine, de l’acide glutamique et la serine et contrôle l’initiation de la synthèse des protéines dans les mitochondries à travers la formylation de la méthionine. Plasmodium falciparum repose complètement sur la voie de synthèse de novo de dTMP et est incapable de récupérer la pyrimidine du milieu exogène nécessaire à la synthèse d’ADN. Ainsi, la voie folate est essentielle à la survie du parasite (Nzila et al., 2005). L’inhibition de cette voie permet d’inhiber la synthèse de protéine et conduit à la mort du parasite.
-Les antibiotiques : comme la doxycycline .
Ils inhibent la synthèse de protéine à partir du ribosome. Cela entraine la mort du parasite qui dépend de la protéine pour sa survie. Les antibiotiques comme la doxycycline sont utilisés seuls comme prophylaxie au paludisme à cause de leur action lente. (Tan et al., 2011).
– L’artémisinine et ses dérivés .
C’est une lactone sesquiterpènique avec deux atomes d’oxygène liés par un pont peroxyde au-dessus d’un cycle à sept atomes de carbone .
Le mécanisme d’action de l’artémisinine et ses dérivés n’est pas encore bien définie. Une théorie propose que les radicaux libres générés après l’activation de l’endoperoxyde d’artémisinine alkylent l’hème intracellulaire. L’hème alkylé est alors incapable de subir sa désintoxication habituelle par le parasite qui conduit ordinairement à la formation du pigment d’hemozoine cristallin non toxique (Creek et al.,2008). Une autre théorie suggère que la génération de radicaux libres dans le parasite peut aussi, grâce à la formation de liaisons covalentes, altèrer la fonction des protéines clés impliquées dans une variété de fonctions biologiques (Meshnick, 2002).
La résistance au traitement
La découverte d’une résistance aux médicaments antipaludiques a depuis compliqué le traitement.
Définition de la résistance au traitement
La résistance aux médicaments antipaludiques a été définie comme la « capacité d’une souche de parasite à survivre et / ou se multiplier malgré l’administration et l’absorption d’un médicament administré à des doses égales ou supérieures à celles généralement recommandées mais tolérées du sujet » (WHO, 1997) .
Cause de la résistance au traitement
En général, la résistance semble se produire à travers des mutations spontanées au niveau de l’ADN, de l’ARN ribosomial, des protéines ribosomiales… qui confèrent une sensibilité réduite à un médicament donné ou à une classe de médicaments. Pour certains médicaments, une seule mutation ponctuelle est nécessaire pour conférer une résistance, tandis que pour d’autres drogues, plusieurs mutations semblent être nécessaires. A condition que les mutations ne soient pas nuisibles à la survie ou à la reproduction du parasite, l’effet de la drogue élimine les parasites sensibles alors que les parasites résistants survivent (Thaithong, 1983). La résistance du Plasmodium aux médicaments antipaludiques nécessite donc la découverte de nouvelles molécules ayant une activité antiplasmodiale, but de cette étude.
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Table des matières
INTRODUCTION
CHAPITRE I : GENERALITES
I.1. Les ASTERACEAE
I.1.1. Caractères généraux
I.1.2. Le genre Helichrysum
I.1.3. Helichrysum gymnocephalum
I.1.3.1. Description botanique
I.1.3.2. Répartition géographique
I.1.3.3. Utilisation
I.1.4. Etudes antérieures sur H. gymnocephalum
I.2. Le paludisme
I.2.1. Le cycle de vie du Plasmodium
I.2.2. Les traitements du paludisme
I.2.3. La résistance au traitement
I.2.3.1. Définition de la résistance au traitement
I.2.3.2. Cause de la résistance au traitement
I.3. Les flavonoïdes
I.3.1.Classification des flavonoïdes
I.3.1.1. Flavones et flavonols
I.3.1.2. Flavanones et dihydroflavonols
I.3.1.3. Flavan-3-ols, flavan-3,4-diols et anthocyanidols
I.3.1.4. Isoflavonoïdes
I.3.1.5. Chalcones et aurones
I.3.2. Biosynthèse des flavonoïdes
I.3.3. Propriétés biologiques des flavonoïdes
I.4. La spectroscopie de Résonance Magnétique Nucléaire (RMN)
I.4.1. RMN monodimensionnelle (1D)
I.4.1.1. Spectre RMN 1H
I.4.1.2. Spectre RMN 13C découplé
I.4.2. RMN bidimensionnelle (2D)
I.4.2.1. Spectre COSY: Correlated SpectroscopY (1H1H)
I.4.2.2. Spectre HSQC: Heteronuclear Single Quantum Correlation (2D 1H13C)
I.4.2.3. Spectre HMBC : Heteronuclear Multiple – Bond Correlation (2D 1H13C)
I.5. La spectroscopie de masse
CHAPITRE II : MATERIELS ET METHODES
II.1. Matériel végétal
II.2. Partie biologie
II.2.1. Culture continue de Plasmodium falciparum (Trager et Jensen, 1976)
II.2.1.1. Remise en culture à partir d’hématies parasitées conservées au congélateur
II.2.1.1.1. Décongélation
II.2.1.1.2.Remise en culture
II.2.1.2. L’entretien de la culture
II.2.2. Test antiplasmodial (Bennett et al., 2004)
II.2.2.1. Test antiplasmodial proprement dite
II.2.2.2. Lecture
II.3. Partie chimie
II.3.1. Screening phytochimique
II.3.1.1. Screening des alcaloides
II.3.1.2. Screening des composés phénoliques
II.3.1.2.1. Screening des flavonoides, anthocyanes et leucoanthocyanes
II.3.1.2.2. Screening des coumarines
II.3.1.2.3. Screening des Anthraquinones et Anthracénosides
II.3.1.2.4. Screening des tanins et polyphénols
II.3.1.3. Screening des terpénoides
II.3.1.3.1. Screening des Stéroides triterpénoiques
II.3.1.3.2. Screening des iridoides
II.3.2. Macération
II.3.3. Extraction liquide-liquide
II.3.4. Chromatographie sur couche mince (CCM)
II.3.5. Chromatographie sur colonne
II.3.6. Spectroscopie de résonance magnétique nucléaire
II.3.8. Spectroscopie de masse
CHAPITREIII : RESULTATS ET DISCUSSIONS
III.1. Résultats du criblage phytochimique
III.2. Résultats de l’extraction
III.3. Résultats du partage liquide-liquide
III.4. Résultats de la chromatographie sur colonne ouverte de la fraction DCM
III.5. Détermination structurale de la fraction F10
III.5. 1. Spectre de masse
III.5. 2. Spectre RMN 1H-1D
III.5. 3. Spectre RMN 13C-1D
III.5. 4. Spectre HSQC
III.5. 5. Spectre COSY 1H1H
III.5. 6. Spectre HMBC
CONCLUSION
BIBLIOGRAPHIE ET WEBOGRAPHIE
ANNEXES
