Soutenance mémoire
Mesure des paramètres physico-chimiques de l’eau
Les paramètres physico-chimiques étudiés sont la température, l’oxygène dissous, le pH, la transparence de l’eau, les nitrites, les nitrates, l’azote ammoniacal, les orthophosphates, la matière en suspension et la chlorophylle a.
❖ Les mesures de la température l’O2 dissous et la pH sont réalisées «in situ» au moment de l’échantillonnage à l’aide d’un multi paramètre (CONSORT 535) utilisant différentes sondes. L’utilisation de cet appareil consiste à faire plonger la sonde appropriée dans l’eau, après étalonnage, puis attendre quelques secondes avant de lire le résultat de la mesure, après stabilisation de l’affichage de ce dernier sur l’écran.
❖ La mesure de la transparence de l’eau a été effectuée «in situ» à l’aide du disque de Secchi uniquement dans le centre du lac Oubeïra durant la période s’étalant d’Août 2004 à Avril 2005.
❖ En ce qui concerne les dosages des éléments nutritifs (nitrites, nitrates, azote ammoniacal et ortho-phosphates), ces derniers ont été réalisés dans le laboratoire à partir d’un litre d’eau brute conservé dans des bouteilles maintenues à basse température (dans une glacière), cette eau est filtrée et le filtrat est conservé dans un congélateur en vue du dosage.
Dosage des sels nutritifs
Les sels nutritifs sont dosés par des méthodes colorimétriques (Aminot et al, 1983).
Les nitrites
Dans le cycle de l’azote, les ions nitrites sont des intermédiaires entre l’azote ammoniacal et les ions nitrates. Les concentrations généralement trouvées dans les eaux, douces, saumâtres et marines vont de 0 à quelques micromoles d’azote nitreux par litre.
❖ Principe
Cette technique, réalisée par Bendschneider et Robinson (1952), est une des plus sensibles et des plus spécifiques pour l’analyse des eaux naturelles. Elle est basée sur la formation d’un diazoïque après réaction des ions nitrites avec la sulfanilamide en milieu acide (pH<2) selon la réaction:
NH2SO2C6H4 – NH2 + NO2 + 2H- → (NH2SO2C6H4 – N ≡ N) + 2H 2O
Mode opératoire
● Rincer d’abord une éprouvette de 50 ml avec l’eau à analyser.
● Introduire ensuite dans cette éprouvette 50ml ( ± 1) de l’échantillon.
● Ajouter, d’abord, 1ml de R(1) puis mélanger et laisser reposer 2 à 8 mn.
● Ajouter, ensuite, 1ml de R(2) et mélanger à nouveau puis attendre au moins 10mn (mais pas plus de 2 heures).
● Lire l’absorbance à l’aide d’un spectrophotomètre à la longueur d’onde λ = 543 nm.
NB : La préparation des réactifs R (1) et R (2) est rapportée en annexe.
Dosage de l’Azote Nitrique (les Nitrate NO3)
L’ion nitrate est la forme oxydée stable de l’azote en solution aqueuse ; cet ion ne présente pas de faculté de compléxation ou d’adsorption. Il entre dans le cycle de l’azote comme support principal de la croissance du phytoplancton. Il est ensuite régénéré à partir des formes organiques, par les bactéries. Lorsque la vitesse de régénération devient inférieure à la vitesse d’utilisation, les ions nitrates sont un facteur limitant de la croissance des algues.
Principe
Cette méthode est basée sur le dosage des ions NO2- obtenus par réduction quantitative (>95%) des ions NO3- . La réduction est effectuée par passage de l’échantillon sur une colonne de cadmium traité au cuivre (Wood et al., 1967).
Mode opératoire
● Ajouter, à 100 ml d’eau de l’échantillon, 2 ml de NH4Cl concentrée.
● Verser 50 ml d’eau de l’échantillon, dans la colonne, pour éliminer le risque d’interférence entre les échantillons.
● Verser, ensuite le reste de l’eau de l’échantillon dans la colonne et rejeter les 30 premiers ml.
● Rincer une éprouvette graduée avec quelques ml de la solution passée par la colonne puis récupérer 50ml de l’éluant.
● Procéder ensuite selon le même mode opératoire comme pour le dosage des NO2- .
● Lire l’absorbance à la longueur d’onde λ = 543 nm.
NB : La préparation du Cadmium et le montage de la colonne sont détaillés en annexe.
L’Azote ammoniacal total ( N-NH3 + N-NH4+)
L’azote ammoniacal est présent sous deux formes en solution, l’ammoniac NH, et l’ammonium NH,- dont les proportions relatives dépendent du pH, de la température et de la salinité. Dans les eaux marines et estuariennes, l’ammonium est prédominant, c’est pourquoi ce terme est souvent employé pour désigner l’azote ammoniacal. Comme la forme NH3 est la plus toxique pour la vie aquatique, les concentrations d’azote ammoniacal peuvent s’élever à plusieurs dizaines de micromoles par litre sans que le seuil de toxicité soit atteint, si le pH et la température restent dans certaines limites. L’azote ammoniacal provient des excrétions animales et de la décomposition bactérienne des composés organiques azotés. Il est utilisé par le phytoplancton comme source d’azote et oxydé par les bactéries nitrifiantes. Les concentrations sont très variables en fonction du lieu et de la saison :
● En eaux côtières non polluées et en milieu océanique, les concentrations sont généralement inférieures à 1 µmol.l-.
● Les eaux profondes ne contiennent pas d’ammonium, celui-ci ayant été oxydé ; Excepté en milieux anoxiques ou Koroleff (1976) rapporte, en mer Noire, des concentrations proches de 100 µmol.l-‘.
● Dans les estuaires les concentrations augmentent traduisant ainsi l’influence des rejets urbains ou agricoles. Lorsque l’on se rapproche des émissaires urbains. Les concentrations peuvent atteindre plusieurs dizaines de micromoles/l. L’ammonium devient dans ces conditions un bon traceur de la pollution urbaine.
Principe
La méthode décrite mesure la totalité de l’azote ammoniacal, soit N-NH3 + N-NH4, le dosage se fait sur le terrain par fixation à l’aide de 2 réactifs, la lecture s’effectue au laboratoire à l’aide de spectrophotomètre à longueur d’onde λ = 630 nm (voir protocole en annexe) .
Mode opératoire
● Prendre 100 ml (plus au moins 5 ml) de l’échantillon.
● Ajouter 3 ml du R (1).
● Boucher et agiter pour bien homogénéiser.
● Ajouter sans attendre 3 ml du R (2) boucher et agiter à nouveau.
● Placer immédiatement a l’abri de la lumière pendant 6 à 8 heures (température ambiante).
● Mesurer l’absorbance à λ = 630 nm.
NB : Voir en annexe la préparation des réactifs R (1) et R (2).
Matière en suspension (MES)
La connaissance de la quantité de matières en suspension (MES) est importante pour l’étude des milieux aquatiques, les particules réduisent la transparence de l’eau et de ce fait la production primaire photosynthétique. Selon leur nature, elles sont également une source nutritive non négligeable pour la faune.
Principe et méthode
La détermination des matières en suspension dans l’eau a été réalisée par l’application de la méthode de pesée différentielle après filtration sur un filtre de fibre de verre WHATMAN GF/C 47 µm; l’utilisation de ce type de filtre permet de retenir toutes les particules de taille variant entre 0.47 µm et 250µm. Le filtre est séché et pesé avant et après la filtration. La différence de poids permet de connaître le poids sec total de matière en suspension dans le volume filtré correspondant (Aminot et chaussepied, 1983).
Dosage de la Chlorophylle a
(Méthode monochromatique de LORENZEN (1967) solvant : acétone à 90%). La détermination quantitative globale de la fraction particulaire vivante dans les milieux aquatiques est importante pour l’étude et la compréhension des phénomènes écologiques. Pour cela, une estimation de la biomasse phytoplanctonique par voie chimique (par extraction et détermination des pigments photosynthétiques) s’avère satisfaisante, plus simple et plus rapide que des méthodes basées, par exemple, sur le comptage des cellules. L’analyse des principaux pigments chlorophylliens (chlorophylles a, b, c et leurs phéopigments) et celle des caroténoïdes nécessite l’extraction.
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Table des matières
I- Introduction
II- Matériel et méthodes
1-Présentation du milieu d’étude
1-1-Lac Oubeïra
1-2-Lac Tonga
2- Sites d’échantillonnage et récolte de Cyanobactéries
3- Identification et comptage des cyanobactéries récoltées
4- Mesure des paramètres physico-chimiques de l’eau
4-1- Dosage des sels nutritifs
4-1-1- Les nitrites
4-1-2- Dosage de l’Azote Nitrique (les Nitrate NO3-)
4-1-3- L’Azote ammoniacal total ( N-NH3 + N-NH4+)
4-1-4- Dosage des Orthophosphates (PO4 -3)
4-1-5- Matière en suspension (MES)
4-1-6- Dosage de la Chlorophylle a
5-Analyses statistique
5-1- Analyses statistiques univariées
5-2- Analyses statistiques bivariées
5-3- Paramètre structuraux des peuplements de cyanobactéries
5-3-1- Richesse spécifique « S »
5-3-2- Diversité spécifique ou diversité observée » H’ »
5-3-3- Equitabaité
III- Résultats
1- Caractéristiques physico-chimiques de l’eau du lac Oubeïra
1-1- La température
1-2- L’oxygène dissous
1-3- Le pH
1-4- Les nitrates (NOˉ3)
1-5- L’azote ammoniacal (N H+ 4)
1-6-Les orthophosphates (PO4ˉ3)
1-7- la matière en suspension (MES)
1-8- la transparence
1-9- Teneur en chlorophylle a
2- Étude qualitative des cyanobactéries récoltées dans le lac Oubeïra
2-1- Identification génériques des cyanobactéries
3- Étude quantitative des cyanobactéries récoltées dans le lac Oubeïra
3-1- Distribution spatiale des cyanobactéries dans le lac Oubeïra
3-2- Distribution temporelle des cyanobactéries dans le lac Oubeïra
3-3- Densité moyenne par genre des cyanobactéries identifiées
3-4- Distribution saisonnière des cyanobactéries
3-5- Variation spatio-temporelle
4- Caractéristiques physico-chimiques de l’eau du lac Tonga
4-1- La température
4-2- L’oxygène dissous
4-3- Le pH
4-4- Les nitrates (NOˉ3)
4-5- L’azote ammoniacal (N H+4)
4-6-Les orthophosphates (PO4ˉ3)
4-7- La matière en suspension (M E S)
4-8- Teneurs en chlorophylle a
5- Étude qualitative des cyanobactéries récoltées dans le lac Tonga
5-1- Identifications génériques des cyanobactéries
6- Étude quantitative des cyanobactéries récoltées dans le lac Tonga
6-1- Distribution temporelle de la densité globale des cyanobactéries
6-2- Densité moyenne des genres des cyanobactéries identifiés
6-3-Distribution saisonnière des cyanobactéries
6-4- Distribution temporelle des genres de cyanobactéries recensés
7- Résultats de l’analyse statistique
7-1- Analyses univariées du lac Oubeïra
7-2- Analyses bivariées du lac Oubeïra
7-3- Analyses bivariées du lac Tonga
7-4- comparaison entre lac Oubeïra et lac Tonga
8- Comparaison des peuplements de cyanobactéries des diverses stations
8-1- Richesse spécifique « S »
8-2- Diversité « H » et équitabilité « E »
9- Analyse en composante principale (ACP)
10- Analyse de co-inertie
IV- Discussion
V- Conclusion et perspectives
Bibliographie
Annexes
