L’ARCHITECTURE DU CHLOROPLASTE REFLETE SON METABOLISME

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AUTOTROPHIE CHEZ LES PLANTES SUPERIEURES

L’ARCHITECTURE DU CHLOROPLASTE REFLETE SON METABOLISME

CONSTITUANTS MEMBRANAIRES DES THYLAKOÏDES

L’architecture de la plante est finement adaptée à son mode de vie autotrophe, et c’est aussi le cas à l’échelle de l’organite lui-même. En effet, les membranes des thylakoïdes sont le siège de la photosynthèse et sont étroitement empilées les uns sur les autres en granum, augmentant ainsi la surface disponible pour mener à bien cette réaction métabolique (Figure 1).
Apres émergence de la plantule à la lumière, les cellules possèdent une grosse vacuole centrale (cv) qui repousse le cytosol (cyt) et les organites à la périphérie de la cellule, proche de la paroi cellulaire (cw), tel que dessiné à droite après un zoom de la zone indiquée. Les trois sous-compartiments du chloroplaste et ses constituants y sont indiqués, et une mitochondrie (mt) est également représentée pour rendre compte des échelles. Il faut avoir plus de chance pour observer le noyau (nuc), lui aussi repoussé contre la paroi de la cellule.
La plupart des lipides qui constituent les membranes des plastes sont des galactolipides (MGDG et DGDG) (Mechela, Schwenkert and Soll, 2019), et contribuent à leur architecture et aux réactions de photosynthèse qui s’y déroulent (Pipitone et al., 2021). De nombreuse protéines viennent s’y insérer, la plupart impliquées dans le métabolisme photosynthétique, de même que des pigments avec chlorophylles et caroténoïdes, que l’on peut retrouver incorporés à des complexes de protéines ou libres dans la bicouche lipidique. Leur présence joue un rôle direct sur le métabolisme photosynthétique (chlorophylle, caroténoïdes, plastoquinone), ou indirect via l’optimisation de l’utilisation de la lumière, et/ou en protège les constituants qui sont impliqués dans le processus (Pipitone et al., 2021). Sont aussi présents des grains d’amidons – polymère stable dérivé du glucose –, et en ce sens souvent situés à proximité des membranes des thylakoïdes. On retrouve également proche des membranes des plastoglobulles stockant lipides, caroténoïdes, et plastoquinone dans les plastes photosynthétiques (Sakamoto, Miyagishima and Jarvis, 2008).
Cela dit, les chloroplastes ne sont pas seulement le siège de la photosynthèse, et la présence de structures internes non thylakoïdiennes très dynamiques en atteste surement (Sakamoto, Miyagishima and Jarvis, 2008). Les chloroplastes sont en effet le siège de la synthèse de lipides, hormones, et autres métabolites nécessaires au métabolisme cellulaire, et en font in fine le siège de régulations extrêmement importantes pour la cellule, et plus largement pour l’organisme tout entier.

LES COMPLEXES PROTEIQUES DES THYLAKOÏDES SONT RESPONSABLES DE SON ARCHITECTURE

C’est l’ensemble des constituants des thylakoïdes, notamment les complexes photosynthétiques, qui permettent un empilement très organisé de ses membranes (Pribil, Labs and Leister, 2014). Leurs répartition précise dans l’espace permet non seulement de cloisonner le réseau de membranes internes du plaste en un lumen continu, mais aussi de coordonner les différentes réactions de la photosynthèse, optimisant ainsi le métabolisme du plaste.
On retrouve principalement les PSII (Photosysteme II) et LHC2 (Light-Harvesting Complex II) sur les thylakoïdes des grana car ils ont tendance à s’oligomériser, alors que le Cyt b6f (Cytochrome b6f complex) et l’ATP synthase du plaste (cpATPase), et le PSI-LHC1, sont plus encombrants et plutôt sur les thylakoïdes stromaux (Pribil, Labs and Leister, 2014). LHC2 doit notamment s’associer en trimères de telle sorte que les granas puissent se former, comme le démontre l’analyse des mutants angulata 10 (anu10) au phénotype vert-pale, et grana deficient chloroplast 1 (gdc1) aux conséquences léthales (Pogson, Ganguly and Albrecht-Borth, 2015). De la même manière, le DGDG est le galactolipide majeur des thylakoïdes stromaux, alors que celui des grana est le MGDG, dont les propriétés permettent de relaxer la tension exercée sur ces membranes (Pipitone et al., 2021). Bien qu’observables comme des empilements de thylakoïdes lamellaires et plats en 2D, le réseau intramembranaire thylakoïdien est en fait un compartiment continu en 3D. Il délimite donc un lumen, un des 3 compartiments du chloroplaste, l’espace intermembranaire entre les deux membranes de l’enveloppe, et le stroma.
Plus ou moins dense, ce dernier contient des nucléoïdes constitués entre autres de protéines et de molécules d’ADN circulaires, rémanences du chromosome bactérien, et dont une partie code pour la machinerie de type procaryotique qui l’exprime (polymérase, ARN de transfert et ARNs et protéines ribosomiques). Néanmoins, la plupart des protéines du chloroplaste – qu’elles soient en lien avec le métabolisme photosynthétique ou génétique –, sont encodées dans le noyau, et doivent donc être exprimées, traduites, puis importées depuis le cytosol.
L’organite est donc loin de s’autoréguler lui-même, et la plupart de ses réactions sont avant tout dictées en amont par le noyau.

METABOLISME DE LA PHOTOSYNTHESE, EN BREF

L’accès à la lumière est capital pour l’autotrophie de la plante, puisqu’elle déclenche directement la réaction de photosynthèse en alimentant la chaine de transport d’électrons sur les membranes des thylakoïdes (Figure 2).
Deux types de composés majeurs sont essentiels à ce phénomène : les photosystème I et II (PSI et PSII), et les antennes collectrices de lumières (LHC) qui y sont associées. Les PSs se lient à la chlorophylle, qui passeront à un état excité après l’absorption d’un photon. Ce phénomène prend d’abord place dans les LHCs, puis est transmis de proche en proche jusqu’à une chlorophylle particulière contenue dans le centre réactionnel (RC) du photosystème. C’est grâce à cette transmission d’énergie que le PSII parvient à convertir deux molécules d’eau en une molécule de dioxygène, libérant ainsi des protons H+, et des électrons.
Ceux-ci sont captés par un transporteur d’électrons, la plastoquinone (PQ), mobile dans la bicouche lipidique, et envoyés au complexe Cyt b6f qui importe alors des protons H+ dans le lumen, puis à la plastocyanine, un autre transporteur mobile. L’électron est ensuite transmis au PSI puis à la ferrédoxine-NADPH oxydoréductase (FNR). C’est ici que le potentiel énergétique de l’électron est converti en un donneur d’électron stable, le NADPH. L’ensemble a lieu au niveau de la membrane du thylakoïde et conduit à l’acidification du lumen, créant un gradient de protons qui alimente la pompe ATPase pour convertir un ADP et un phosphate en ATP. C’est ce qu’on appelle la réaction de la phase claire. Notez que le flux de protons et d’électrons qui l’alimente peut facilement entrainer un stress oxydant en créant des radicaux libres, délétères aux acides nucléiques et protéines. Ceux-ci sont donc certes constamment pris en charge par la chaine de transport d’électrons, mais ils sont également réinvestis par le plaste et la cellule pour traduire et réguler l’activité métabolique de l’organelle.
Lors du cycle de Calvin (ou phase sombre, non représentée), le NADPH et l’ATP ainsi produits sont utilisés pour fixer 3 molécules de C02 en une molécule de glucose C6H12O6 dans le stroma par la ribulose-1,5-bisphosphate carboxylase/oxygénase (Rubisco).

LES CHLOROPLASTES DANS LES TISSUS DU LIMBE ADULTE

MORPHOLOGIE DU LIMBE FOLIAIRE

La réaction de photosynthèse implique deux phases, et nécessite apport d’eau et échanges gazeux pour importer le dioxyde de carbone et rejeter le dioxygène. Les plantes supérieures présentent des tissus aériens exposés à la lumière parfaitement optimisés pour effectuer cette réaction (Figure 3).
D’abord parce que les feuilles, principaux organes photosynthétiques de la plante, sont arrangées en de larges surfaces planes, optimisant les surfaces de contact avec la lumière. Ensuite parce que le mésophylle est principalement composé de parenchyme palissadique et lacuneux, deux tissus spécialisés dans la photosynthèse et donc riches en chloroplastes. Si le tissu palissadique est jointif, le parenchyme lacuneux est plus lâche et parsemé de lacunes pour optimiser les échanges gazeux nécessaires à la photosynthèse, et les stomates, cellules spécialisées de l’épiderme, contrôlent les flux avec l’extérieur.
La circulation des fluides – sève brute contenant l’eau requise pour débuter la réaction de photosynthèse, et sève élaborée qui en contient le produit – traversent la plante des racines jusqu’aux feuilles et des feuilles jusqu’aux racines respectivement, optimisant là encore le métabolisme autotrophe de la plante.

DEVELOPPEMENT DE LA FEUILLE ET DEVENIR DES PLASTES

Une fois mature, le mésophylle équilibre son taux d’organites principalement par fission des chloroplastes préexistants. Ce processus de division, proche de la fission binaire procaryote, est médié par des protéines tubuline-like (FtsZ) et dynamin-like qui forment un anneau concentrique autour de l’organelle (Pogson, Ganguly and Albrecht-Borth, 2015). Le parenchyme mature peut ainsi contenir entre 80 et 120 chloroplastes par cellule, soutenant une forte activité métabolique et constituant un verrou de sécurité contre la forte charge mutagène qui en résulte à terme (Sakamoto, Miyagishima and Jarvis, 2008).
L’épiderme mature (Figure 4) est composé de cellules de pavement et des cellules de garde qui entourent les ostioles (ouvertures) des stomates. Le tissu contient des plastes avec des membranes internes chlorophylliennes, et sont donc en ce sens attribuables à des chloroplastes (Barton, Schattat and Jakob, 2016), bien que cela soit controversé (Charuvi et al., 2012; Pogson, Ganguly and Albrecht-Borth, 2015). Cela dit, une fois le tissu mature, l’épiderme contient de de nombreux leucoplastes (Charuvi et al., 2012), et les chloroplastes qu’il contient sont plus petits et dix fois moins nombreux que dans une cellule du mésophylle (Bramham and Pyke, 2017). Ces plastes ont aussi moins de thylakoïdes qu’un chloroplaste palissadique, et leurs autofluorescence observée sous microscope est plus faible, et ont également tendance à se coller au fond de la cellule de l’épiderme, proches des cellules du tissu photosynthétique spécialisé en contrebas. Il est par conséquent difficile de ne pas les attribuer à ce tissu sans faire de coupe longitudinale (Barton, Schattat and Jakob, 2016).
Sachant que l’épiderme se prépare subtilement à la production de plastes en amont du mésophylle (cf chapitre II introduction), on peut s’autoriser à penser que la morphologie et la localisation particulière des épidermoplastes soient le reflet d’une signalisation liée au métabolisme autotrophe de la plante transmise efficacement au mésophylle et aux plastes qu’il contient.

CONVERSION PHOTOSYNTHETIQUE DES ETIOPLASTES

DEFINITION ET OCCURRENCE DES ETIOPLASTES

DEFINITION ETIOPLASTE

On constate donc facilement que la conversion photosynthétique des plastes de l’embryon est dépendante de la lumière. Mais si la plantule germe à l’obscurité, alors à la place des chloroplastes sont produits des étioplastes, caractéristiques des tissus étiolés (Figure 7). Ces plastes sont les précurseurs directs des chloroplastes, car capables de se convertir en quelques heures seulement après illumination.
D’une taille de 1 à 3 µm, ils contiennent parfois de l’amidon, des plastoglobulles, et un imposant corps prolamellaire (PLB) duquel sont connecté des proto-thylakoïdes (PT) (Kowalewska, Bykowski and Mostowska, 2019). Ils ne possèdent pas de membranes internes empilées, et sont surtout dépourvus de chlorophylle. C’est d’ailleurs pourquoi les caroténoïdes sont bien visibles, conférant une couleur jaune aux cotylédons des plantes étiolées dans lesquels les étioplastes sont présents en masse (Solymosi and Aronsson, 2013).
Le corps prolamellaire en est la principale structure interne. D’une taille de 0.5 à 2 µm, sa composition en lipides-protéines-pigments est unique et à l’origine du repliement complexe de ses membranes tubulaires, arrangées en structures hexagonales répétées dans trois directions. Principalement constitués de lipides en phase cubique et d’un étroit arrangement de complexes protéiques, l’ensemble crée et maintient la structure paracristalline du corps pro-lamellaire (Floris and Kühlbrandt, 2021). L’extrême repliement qui en résulte en fait la membrane la plus complexe du vivant connue à ce jour (Kowalewska, Bykowski and Mostowska, 2019).
De cette structure centrale s’étendent quelques structures lamellaires et perforées, les proto-thylakoïdes. Comme ils sont reliés au PLB, un lumen continu existe entre ces deux structures (Floris and Kühlbrandt, 2021).

FORMATION DES ETIOPLASTES CHEZ LES JEUNES TISSUS EXPOSES AU NOIR

On ne retrouve les étioplastes que dans les tissus n’ayant pas perçu la lumière. C’est par exemple le cas des feuilles contenues dans certains bourgeons foliaires d’espèces ligneuses (châtaignier), ou des feuillets interne de feuilles du chou blanc (Solymosi et al., 2004; Solymosi and Schoefs, 2010). Mais c’est chez les plantules étiolées que leurs occurrence est la plus détaillée (Solymosi and Aronsson, 2013).
Lors de sa maturation, la graine a accumulé des protéines photosynthétiques qu’elle conserve en partie une fois la germination enclenchée (Tejos, Mercado and Meisel, 2010; Allorent et al., 2013; Liang et al., 2018; Yadav et al., 2019). Mais 48 heures plus tard, la conversion photosynthétique dans les cotylédons est déjà bien entamée, sauf si elle est illuminée moins de 5 heures pendant ce laps de temps (Yadav et al., 2019). Dans ce cas, 3 jours post-imbibition les cotylédons ne contiennent que des étioplastes, dans lesquels les PLBs ont déjà une périodicité optimale (Bykowski et al., 2020).
Dans les parties plus basales de la plantule en revanche, on ne retrouve pas de PLB dans les plastes mais de nombreux plastoglobulles et quelques proto-thylakoïdes, révélant sans doute la présence de proplastes (Bykowski et al., 2020).

MORPHOLOGIE ET COMPOSITION MOLECULAIRE SONT LIEES

COMPOSITION PROTEIQUE ET PIGMENTAIRE REQUISE POUR CRISTALLISATION DU PLB

A l’obscurité, la LPOR (light-dependant protochlorophyllide-oxydoréductase) s’accumule jusqu’à représenter 90 à 95% du protéome pro lamellaire (Solymosi and Aronsson, 2013), et est liée en un complexe tertiaire à du NADPH et à de la protochlorophyllide (PCphyde).
Sur le PLB, les complexes LPOR-NADPH-PCphyde s’associent en dimères, ce qui induit une courbure positive de la membrane dans laquelle ils s’insèrent. Comme ils sont adjacents les uns aux autres, ils forment une hélice qui vient décorer les membranes tubulaires branchées sur la face stromale du PLB, et ainsi former/stabiliser sa structure complexe (Floris and Kühlbrandt, 2021). Des ribosomes plastidiaux et fonctionnels se logent au centre des unités hexagonales que forme le paracristal, sans pour autant avoir de rôle dans sa formation (Solymosi and Aronsson, 2013; Floris and Kühlbrandt, 2021).
LPOR et PCPhyde sont absolument nécessaires à la structuration du PLB, sans quoi il ne parvient pas à se cristalliser, et le verdissement est retardé par manque de matériel précurseur pour la biogenèse rapide de thylakoïdes (Mechela, Schwenkert and Soll, 2019). En ce sens, la supplémentation en sucre induit indirectement une accumulation de PCphyde photo-active, augmentant la compaction et la taille du PLB (Bykowski et al., 2020).
Les etioplastes s’accumulent dans les cotylédons jusqu’aux deux premiers mm de l’hypocotyle et contiennent un PLB en occupant une vaste part. Ce dernier est recouvert de complexes de LPOR-PC-NADPH organisés en dimères, qui s’y insèrent en spirales paracristallines. Des ribosomes assemblés ainsi que d’autres protéines y sont également retrouvées, notamment des sous unités du PEP-core. De nombreux plastoglobulles sont présents, mais la nature de leur contenu reste à déterminer. Des prothylakoïdes plats et perforés sont reliés au PLB, et sont tapissés de l’ATP synthase des plastes. PLB: ProLamellar Body. LPOR: Light-dependent Protochlorophyllide Oxidoreductase. PC : Protochlorophyllide. Pg : Plastoglobulle. PEP : Plastid Encoded RNA polymerase. PS : Photosysteme. S.u. : Sous-unité.

D’AUTRES COMPOSES TYPIQUES DES THYLAKOÏDES SONT DEJA PRESENTS DANS LE PLB

D’autres pigments sont également présents, ce sont les caroténoïdes (majoritairement lutéine, neoxanthyn, et un peu de violaxanthin). Leurs rôles reste vague quant à la formation des PLBs, car ils sont à peu de chose près, identiques en quantité et proportion que dans les PTs, qui n’ont pourtant pas du tout la même structure (Bykowski et al., 2020). Principalement localisés dans les bicouches lipidiques, ils sont 29
en ce sens présumés agir sur les propriétés mécaniques des membranes de l’étioplaste (fluidité/ stabilité), plutôt que sur leurs structure/repliement tri-directionnel (Solymosi and Aronsson, 2013). Enfin, bien que majoritairement composé de LPOR, le PLB possède déjà au moins quelques protéines de complexes photosynthétiques. La chlorophylle synthase y est notamment présente, de même que des chaperonnes et des enzymes du cycle de Calvin. Surtout, certaines sous unités du PSII ainsi que du cytochrome b6f ( PsbS, PsbE, PetB, PetA) sont déjà présents, et il en va de même avec la plastocyanine et la ferrédoxine-NADPH oxydoréductase (Blomqvist and Ryberg, 2008).
A noter que 80% des 64 protéines du PLB ici identifiées par MS sont d’origine nucléaire, et doivent en conséquence être importées (Blomqvist and Ryberg, 2008). La présence de ces nombreuses sous-unités non arrangées en complexes photosynthétique dans l’étioplaste souligne que c’est un précurseur direct des chloroplastes.

CONVERSIONS PHOTOSYNTHETIQUES : CONCLUSIONS

LES ETIOPLASTES SONT DE BONS OUTILS POUR ETUDIER LA BIOGENESE DU CHLOROPLASTE

Comme les etioplastes s’accumulent dans tous les tissus voués à êtres photosynthétiques, ils permettent de mettre en place un contexte expérimental on-off pour comprendre les étapes successives menant à la biogenèse du chloroplaste, bien plus accessibles et nombreux que les proplastes des micro-zones des méristèmes.
Aussi, travailler aux stades précoces de germination est difficile, tant elle peut être variable en fonction de paramètres difficilement maitrisables (âge de la graine, conditions de conservation, de stratification, nombre de lignées successives…). Et si à la lumière, les proplastes des cotylédons de l’embryon se différencient plus linéairement en chloroplastes, cette transition n’est représentative que des stades précoces du développement de la plante (Liang et al., 2018).
Enfin, les micro-zones du SAM à l’origine des tissus foliaires n’offrent que peu de matériel à étudier (Charuvi et al., 2012; Yadav et al., 2019).
Au contraire, les étioplastes s’accumulent dans le noir et arrêtent de se diviser une fois matures (chez les dicotylédones), et offrent en conséquence suffisamment de matériel synchrone à étudier. Et comme leur conversion photosynthétique à la lumière se fait par paliers successifs, ils permettent d’en étudier quand et quels en sont les processus essentiels.

CONCLUSION DU CHAPITRE

Le chloroplaste est le plaste central de la plante, car son métabolisme autotrophe assure développement, croissance et survie à la plante. Si la photosynthèse qui y est associée apporte évidement carbohydrates et énergie, ils sont aussi le centre de production de lipides et de métabolites essentiels aux différents processus cellulaires mis en jeu. Comme ils ont une origine endosymbiotique et qu’ils se sont diversifiés chez les angiospermes, ils doivent provenir de précurseurs transmis dans l’embryon, et leur transitions photosynthétique doit être y rapidement et finement régulée.
A partir de l’étude du triangle de différenciation proplaste-étioplaste-chloroplaste ont pu être déterminées quelles étaient les grandes étapes de la biogenèse du chloroplaste. Le processus étant rapide et complexe, on distinguera les chloroplaste dont les thylakoïdes possèdent de la chlorophylle incorporée dans des membranes internes (même si minime), des proplastes qui en sont eux intégralement dépourvu (Semenova et al., 2019). Les étioplastes sont quant à eux définis comme ne possédant pas de membrane interne photosynthétique mais possèdent un imposant corps pro lamellaire rapidement convertible en membranes photosynthétiques dès illumination.
Le contrôle de la biogenèse du chloroplaste par la lumière implique une régulation complexe du génome nucléaire, puisque c’est le principal centre intégrateur du rôle de senseur des plastes. La plupart des protéines d’origine nucléaire qui en sont issues sont d’ailleurs essentielles au verdissement, et en fonction, donneront l’identité requise aux plastes en question. Un équilibrage raffiné de ces deux compartiments génétiques est donc requis pour contrôler l’import, la quantité, la nature, et le turnover des protéines importées et synthétisées, sans quoi les plastes précurseurs ne parviennent pas à se différencier en chloroplaste.
Le noyau et la régulation de l’expression de son génome sont donc les garants de l’identité du plaste, dont la nature du tissu, le stade développemental, et l’environnement auquel il est exposé, intègrera et transmettra les signaux.
Chez le plaste, cette communication est extensivement régulée au niveau de son métabolisme génétique, c’est-à-dire de son activité transcriptionnelle et post-transcriptionnelle.
Or, cet organite a en effet conservé une partie de son génome ainsi que la machinerie qui l’exprime. Mais cette dernière dépend de nombreuses protéines d’origine nucléaire, sans lesquelles l’enzyme ne parvient pas à exprimer suffisamment les gènes photosynthétiques du plaste.

L’EXPRESSION DU GENOME PLASTIDIAL CONTROLE LA BIOGENESE DU CHLOROPLASTE

LE CHLOROPLASTE EST UN COMPARTIMENT GENETIQUE SEMI AUTONOME

ORGANISATION SEMI-PROCARYOTE DU GENOME PLASTIDIAL

Le chloroplaste est une rémanence bactérienne et en a à cet égard gardé de nombreux aspects, tant dans les gènes qu’il a retenu que dans la machinerie qui l’exprime. Cependant, entre l’acquisition de l’endosymbionte et de son intégration comme organelle un transfert massif de gène horizontal a eu lieu, et la plupart des gènes anciennement procaryotiques ont été perdus ou intégrés dans le génome nucléaire. Bien conservé dans la lignée verte, l’ADN plastidial (ou plastome) ne code chez les plantes supérieures qu’une infime partie du protéome du plaste. Le reste est en grande partie composé de protéines d’origine nucléaire, attestant de la prise de contrôle de l’organelle au cours de l’évolution (Ponce-Toledo, López-García and Moreira, 2019). On parle alors de compartiment génétique semi-autonome.
En outre, le génome des plastes qu’on retrouve dans le stroma sous forme circulaire est de petite taille et hautement compact. D’une taille d’environ 150 kb, les quelques 120 gènes qui y sont retenus sont parfois organisés en opérons, autre réminiscence de leur origine procaryotique. Cela dit, certains éléments indiquent une certaine « eucaryotisation » du génome puisque certains des transcrits du plaste doivent être épissés ou édités (Schmitz-Linneweber and Small, 2008).
Malgré le peu de gènes codés par le plastome, l’organelle est pourtant capable de se différencier en une variété de plastes aux morphologies et fonctions variées (dont certains sont mentionnés chapitre 1 de l’introduction). L’identité du plaste passe en fait par son protéome, extensivement régulée par de nombreux processus, et dont la première strate de contrôle concerne la régulation de l’expression du plastome.

LES GENES DU PLASTES ONT CONSERVE UNE PARTIE DE LA MACHINERIE QUI LES EXPRIME

LE PLASTOME CODE POUR UNE DE SES PROPRES RNAP

Parmi les gènes encodés dans le plaste, 87 codent pour des protéines, dont seulement 54 impliqués dans la photosynthèse directement et donc nommés PhAPGs, pour « Photosynthesis-Associated Plastid-encoded Genes ». Mais le plastome code également pour sa propre machinerie d’expression, avec notamment 45 rRNAs et tRNAs, et 31 autres protéines de la machinerie d’expression et de traduction du plastome (Kanamaru et al., 2001). Surtout, quatre de ces gènes codent pour les sous-unités constituant le cœur enzymatique d’une des RNA Polymerase (RNAP) du plaste, la PEP (Plastid-encoded RNAP) (Sato et al., 1999).
D’aspect procaryotique, la PEP est basiquement dédiée à l’expression des PhAPGs lors de la conversion photosynthétique des plastes. L’enzyme est composé d’un cœur procaryotique Rpo proche de la RNAP procaryote d’E-Coli (Pfannschmidt et al., 2000). Chez les angiospermes, les gènes codant pour les sous unités de l’enzyme rpoB, rpoC1, et rpoC2 sont organisés en opéron, et correspondent respectivement aux sous unités β (domaine catalytique), β’, et β’’ (DNA-binding). Deux autres sous unités α issues du gène rpoA s’y associent pour générer le core-enzyme (Pfannschmidt et al., 2015). Comme les RNAPs procaryotiques, des facteurs sigmas sont nécessaires pour garantir la reconnaissance des promoteurs lus par la PEP. Ils forment, en s’associant transitoirement avec le cœur enzymatique de la PEP, « l’hollow-enzyme » et garantissent déjà une activité transcriptionnelle à l’ensemble in vitro (Privat et al., 2003). La redondance partielle de ces sigma facteurs, exprimés différentiellement depuis le noyau où ils sont encodés, assure spécificité et contrôle de l’expression des gènes du plastome par le noyau.
Mais les facteurs sigmas ne sauraient être suffisants pour induire la hausse de l’activité enzymatique de la PEP requise pour le verdissement. Celle-ci augmente drastiquement lorsqu’elle est complexée de 12 protéines d’origine nucléaire, les PAPs (PEP-Associated Proteins) qui permettent en fait d’augmenter largement l’activité de la PEP par rapport aux deux autres RNAPs du plastome, mécanisme assurant la transition photosynthétique des plastes précurseurs à la lumière (Pfannschmidt et al., 2015).

LE PLASTOME D’ARABIDOPSIS THALIANA EST LU PAR 3 RNAPS

On trouve en effet un second type de RNAPs dans les plastes, les NEPs (Nuclear-Encoded Phage-like RNAP), codés par le génome nucléaire (gènes Rpo-T2 et Rpo-T3). Chez Arabidopsis, deux NEPs sont adressées aux plastes, où RpoTp (Rpo-T3) y est restreinte tandis que RpoTmp (Rpo-T2) est aussi retrouvée dans les mitochondries (Liere and Weihe, 2011). Comme ces NEPs reconnaissent les motifs YRTA et que la PEP reconnait les éléments -35 et -10 dans les promoteurs du plastome, les deux types d’enzymes sont en partie dédiées à des sets de gènes qui leurs sont propre (Yagi and Shiina, 2014; Liebers et al., 2017).
Les gènes dont l’expression est exclusivement dépendante de la PEP sont dits de Classe I, et correspondent pour la plupart à des PhAPGs. Les gènes de Classe III sont uniquement transcrits par les NEPs, dont les gènes codant pour les sous-unités de la PEP. La majorité des gènes du plastome est cependant de Classe II, c’est-à-dire pouvant être transcrits par les deux types d’enzymes, et correspondent globalement à des gènes non photosynthétiques dits « de ménage », car ils assurent le fonctionnement général et la pérennité de l’organite.
Mais beaucoup de PhAPGs peuvent également être lus par les NEPs (Börner et al., 2015; Liebers et al., 2017), complexifiant de fait la régulation de l’expression du plastome. Or d’une part, l’activité relative des trois RNAPs constitue un verrou majeur de l’identité du plaste. D’autre part, l’expression des gènes des plastes et du noyau sont couplés, où la réponse de l’un dépend de la réponse de l’autre. Et c’est bien l’ensemble de ces phénomènes complexes qui permet de modifier et de réguler finement et rapidement la composition du plaste, et donc son identité.
La biogenèse du chloroplaste est d’ailleurs particulièrement dépendante de l’expression massive des gènes nucléaires PAPs et de leur complexation sur la PEP, sans quoi le verdissement n’a jamais lieu. En fait, de nombreuses autres protéines codées dans le noyau sont plus largement essentielles à ce processus, et toutes appartiennent au large complexe d’acides nucléiques et de protéines du nucléoïde.

Table des matières

TABLE DES MATIERES
ABREVIATIONS
NOTES SUR LES ILLUSTRATIONS
ABSTRACT & RESUME
RESUME
ABSTRACT
INTRODUCTION
CHAPITRE I DEVELOPPEMENT DU CHLOROPLASTE
I – 1) ORIGINE ET EVOLUTION DES ARCHAEPLASTIDA
I – 2) AUTOTROPHIE CHEZ LES PLANTES SUPERIEURES
A – L’ARCHITECTURE DU CHLOROPLASTE REFLETE SON METABOLISME
B – LES CHLOROPLASTES DANS LES TISSUS DU LIMBE ADULTE
I – 3) DIVERSIFIFICATION DES PLASTES CHEZ LES PLANTES SUPERIEURES
A – LARGE PLASTIQUE PLASTIDIALE
B – DEVELOPPEMENT DES CHLOROPLASTES A LA LUMIERE
I – 4) CONVERSION PHOTOSYNTHETIQUE DES ETIOPLASTES
A – DEFINITION ET OCCURRENCE DES ETIOPLASTES
B – MORPHOLOGIE ET COMPOSITION MOLECULAIRE SONT LIEES
C – DIFFERENCIATION DE L’ETIOPLASTE EN CHLOROPLASTE A LA LUMIERE
I – 5 CONVERSIONS PHOTOSYNTHETIQUES : CONCLUSIONS
A – LES ETIOPLASTES SONT DE BONS OUTILS POUR ETUDIER LA BIOGENESE DU CHLOROPLASTE
B – CONCLUSION DU CHAPITRE
CHAPITRE II L’EXPRESSION DU GENOME PLASTIDIAL CONTROLE LA BIOGENESE DU CHLOROPLASTE
II – 1) LE CHLOROPLASTE EST UN COMPARTIMENT GENETIQUE SEMI AUTONOME
A – ORGANISATION SEMI-PROCARYOTE DU GENOME PLASTIDIAL
C – PROTEINES DU NUCLEOÏDE ET SYNDROME DES PAPS
II- 2) DES PROTEINES NUCLEAIRES DE LA MACHINERIE D’EXPRESSION DU PLASTE CONTROLENT SON IDENTITE
A – DEFINITION DE L’ALBINO BLOC
B – L’ALBINO BLOC MENE A DES DEFAUTS PLEIOTROPIQUES
C – LA BIOGENESE DU CHLOROPLASTE EST A DISTINGUER DU DEVELOPPEMENT DES PLASTES
II – 3) QUAND ET OU LE COMPLEXE PEP/PAP EST-IL ASSEMBLE ?
A – ACTIVITE DIFFERENCIELLE DES 3 RNAPS DU PLASTE
B – LA PEP EST GLOBALEMENT INACTIVE DANS LES ETIOPLASTES
C – LA PEP EST L’ENZYME LA PLUS ACTIVE A LA LUMIERE
D – LES PAPS DANS LE PLASTE NE SE LIMITENT PAS LA FORMATION DU COMPLEXE
E – BIEN D’AUTRES PROTEINES NUCLEAIRES DU TAC SONT ESSENTIELLES AU VERDISSEMENT DES PLASTES
F – CONCLUSION : LES PAPS ASSURENT L’ACTIVITE DE LA PEP, ET DONC L’IDENTITE DES PLASTES
II – 4) MODELE MOLECULAIRE DE LA BIOGENESE DU CHLOROPLASTE A LA LUMIERE
A – REGULATION DE L’EXPRESSION DES PAPS DANS LE NOYAU A LA LUMIERE
C – PERCEPTION DE LA LUMIERE ET ASSEMBLAGE DU COMPLEXE SE VEROUILLENT MUTUELLEMENT
D – LES PAPS ET PROTEINES DU NUCLEOÏDE SCELLENT ENSEMBLE VERDISSEMENT ET DEVELOPPEMENT
E – CARACTERISER PAP8 POUR CARACTERISER LE NŒUD DEVELOPEMENTAL DE LA TRANSITION PHOTOSYNTHETIQUE : HYPOTHESE ET AXES DE RECHERCHE
RESULTATS
PUBLICATION SCIENTIFIQUE 1
ER AUTEUR & CONTRIBUTIONS
CHAMBON ET AL., 2022, EN REVUE, IJMS
LIEBERS ET AL., 2020, EMBO JOURNAL
PAP8/PTAC6 IS PART OF A NUCLEAR PROTEIN COMPLEX AND DISPLAYS RNA RECOGNITION MOTIFS OF VIRAL ORIGIN
Abstract:
1. Introduction
Methods
Results
1. PAP8 is found in a nuclear complex during photomorphogenesis.
2. PAP8 Functional fusions
3. Uncoupling localization and function of PAP8
4. PAP8 micro-homology to RDR6 reveals RNA binding motifs in PAP8
DISCUSSION
MATERIEL SUPPLEMENTAIRE
OUVERTURE : FONCTIONNALISATION DES PAPS
Divergence fonctionnelle d’au moins une PAP chez la mousse vegetaux sans PAPs & integration du verdissement dans le developpement des plantes sans PEP parviennent à verdir a la lumiere
MATERIEL ET METHODES
CLONAGES & BIOLOGIE MOLECULAIRE
BIOLOGIE CELLULAIRE ET MOLECULAIRE CHEZ LA PLANTE
AUTRES CONTRIBUTIONS PENDANT LE DOCTORAT
BIBLIOGRAPHIE

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