LA RESISTANCE GENETIQUE DES OVINS AUX STRONGLES GASTROINTESTINAUX

Evaluation de la charge parasitaire du troupeau

Au niveau du troupeau, il est possible d’établir des facteurs de risque en fonction de la conduite d’élevage, de l’alimentation et du climat. Mais un animal ne répond pas de la même façon qu’un autre à une infestation. Pour connaitre le statut parasitaire du troupeau, il faudra également passer par des examens cliniques et complémentaires sur les animaux. Les examens complémentaires permettant un diagnostic de strongylose sont les suivants :

 Coproscopie : l’observation d’oeufs dans les matières fécales permet de poser un diagnostic mais reste une évaluation indirecte de la charge parasitaire car le nombre d’oeufs dépend du nombre d’adultes et de leur fécondité. Il existe plusieurs méthodes. La méthode par flottaison est qualitative et consiste à faire flotter les oeufs dans un liquide dense et les récupérer sur lamelle pour observation au microscope. Une autre méthode par dilution et comptage sur des lames graduées (comme la lame de MacMaster) permet d’obtenir un nombre d’oeufs par gramme de matière fécale. Le principal inconvénient de cette méthode est le temps nécessaire, même pour un opérateur expérimenté, pour la réaliser.

L’autre problème est qu’il est impossible de distinguer l’espèce de nématode au stade d’oeuf (excepté Nematodirus sp.). Or, tous les parasites n’ont pas le même pouvoir pathogène. Définir une valeur seuil est donc impossible de manière absolue (Dorchies et al. 2003). Il est donc également important de connaitre les espèces présentes.

Cependant, en pratique, il est fréquent de dire qu’un traitement est nécessaire au-dessus de 500 oeufs par gramme de matière fécale (McKenna 1987a; McKenna et Simpson 1987b).

 Coproculture : au stade L3, il est possible de distinguer les différentes espèces. On laisse à 25°C les matières fécales dans un milieu humide pendant 2 semaines, et après filtration, on observe les larves au microscope. Là encore, beaucoup de temps est nécessaire à cette manipulation.

 Comptage direct dans le tube digestif : réalisé lors d’examens post-mortem, il est le seul moyen de quantifier précisément la charge parasitaire.

Emergence de résistances aux anthelminthiques

L’utilisation importante et irraisonnée d’anthelminthiques a entrainé l’apparition de résistances chez les parasites. D’après l’Organisation Mondiale de la Santé (OMS), une population chimiorésistante est une population de parasites ayant génétiquement acquis la capacité de résister à des concentrations d’antiparasitaires habituellement létales pour des individus de cette espèce. La première résistance aux anthelminthiques est rapportée dans les années 1950 chez un isolat de l’espèce H. contortus résistant à la phénothiazine (Drudge et al. 1957). Aujourd’hui, au moins un cas de résistance à chacune des classes d’anthelminthiques a été rapporté, bien que la résistance aux benzimidazoles soit la plus fréquente. Le parasite peut être résistant à une molécule, une famille de molécules ou plus rarement à plusieurs familles.

Ce phénomène évolutif résulte d’une mutation préexistante au sein de l’espèce et transmise de manière héréditaire. Une pression de sélection (comme l’utilisation fréquente d’un anthelminthique) va en favoriser la propagation. En effet, les individus sensibles vont mourir pour laisser la place aux vers résistants. Ces derniers se reproduisant, diffusent leurs gènes de chimiorésistance aux générations suivantes (Kaplan 2004; Sicard 2010).

Utilisation de prédateurs des larves d’helminthes

Plus de 50 espèces de champignons sont capables de capturer et détruire les larves de nématodes sur les pâturages (Siddiqui et al. 1996). Parmi ceux-ci, Duddingtonia flagrans est probablement l’espèce sur laquelle se sont concentrées la majorité des études. Les filaments mycéliens issus des spores sont capables d’immobiliser ou d’envahir les larves de strongles dans les matières fécales. Il est prouvé, pour D. flagrans, qu’un passage dans le tractus digestif des ovins n’affecte pas leur pouvoir pathogène contre les strongles (Larsen et al. 1998). Cela signifie qu’une ingestion de spores n’entrainera pas leur dégradation dans le rumen et la caillette.

Ces spores pourront donc germer dans les matières fécales des animaux traités et atteindre les larves de strongles. Dans l’espèce ovine, Larsen et al. (1998) ont constaté une réduction de plus de 80% du nombre de larves infestantes dans les matières fécales d’ovins expérimentalement infestés avec plusieurs espèces de nématodes et recevant par voie orale des spores de D. flagrans. D’autres espèces comme Arthrobotrys cladodes var. macroides ou Monacrosporium eudermatum ont été testées pour leur propriétés larvicides, qui sont équivalentes à celles de D. flagrans (Mendoza-De Gives et Vazquez-Prats 1994; Eslami et al. 2005).

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Introduction
ETAT DES LIEUX DE LA RESISTANCE GENETIQUE DES OVINS AUX STRONGLES GASTROINTESTINAUX
1. L’élevage ovin en France
1.1. Situation du cheptel ovin français
1.2. Elevage ovin laitier en France
1.3. L’élevage ovin allaitant en France
2. Parasitisme des ovins par les strongles gastro-intestinaux
2.1. Biologie des strongles gastro-intestinaux
2.2. Epidémiologie des strongyloses gastro-intestinales des ovins
2.3. Pathogénie des strongles gastro-intestinaux
3. Indicateurs pour détecter les strongyloses et moyens de lutte traditionnels
3.1. Evaluation de la charge parasitaire du troupeau
3.2. Marqueurs indirects d’une infestation
3.3. Les traitements anthelminthiques
3.4. Emergence de résistances aux anthelminthiques
4. Méthodes de lutte alternatives contre les helminthes
4.1. L’utilisation raisonnée des pâtures
4.2. Utilisation de prédateurs des larves d’helminthes
4.3. La vaccination
4.4. Résistance génétique de l’hôte aux parasites
4.4.1. Variabilité individuelle de la sensibilité aux strongles
4.4.2. Choix d’un caractère phénotypique
4.4.3. Héritabilité du caractère « OPG »
4.4.4. Infestation naturelle
4.4.5. Impact sur la zootechnie
5. Intérêt de l’étude
SELECTION ET SUIVI DE BREBIS RESISTANTES ET SENSIBLES A HAEMONCHUS CONTORTUS PENDANT TROIS ANS
1. Matériel et méthodes
1.1. Sélection des agnelles sensibles et résistantes
1.1.1. Choix d’agnelles, infestations et prélèvement
1.1.2. Analyse statistique et création de l’échantillon
1.2. Suivi parasitologique et zootechnique sur trois saisons de pâture
1.2.1. Gestion du troupeau au cours de la phase 2
1.2.2. Prélèvements et mesures réalisés
1.2.3. Analyse statistique
1.3. Infestation expérimentale de fin d’étude
2. Résultats
2.1. Sélection des agnelles sensibles et résistantes
2.2. Suivi parasitologique sur trois saisons de pâture
2.3. Infestation expérimentale de fin d’étude
2.4. Conséquences zootechniques de la sélection
3. Discussion
3.1. Sélection des agnelles sensibles et résistantes
3.1.1. Choix des agnelles et du lieu de l’étude
3.1.2. Choix du protocole de sélection
3.2. Suivi parasitologique sur trois saisons de pâture
3.2.1. Intensités d’excrétion fécale d’oeufs de strongles gastro-intestinaux
3.2.2. Hématocrite
3.2.3. Pepsinogène
3.3. Infestation expérimentale de fin d’étude
3.4. Conséquences zootechniques
Conclusion
Agrément scientifique
Bibliographie
ANNEXES