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Le cytosquelette d’actine
Généralités
Le cytosquelette d’actine est impliqué dans des fonctions cellulaires aussi diverses que l’adhésion, la migration, la division, la différenciation, la polarisation ou la contraction (Winder and Ayscough 2005). L’organisation en structures d’ordre supérieur, fonctionnelles et dynamiques est cruciale pour accomplir ces activités multiples et elle dépend de protéines régulatrices spécifiques.
L’actine est présente sous deux formes dans toutes les cellules eucaryotes : l’actine globulaire (actine G), protéine d’environ 43 kDa (Figure 2a), qui peut polymériser afin de former l’actine filamenteuse (actine F) et dépolymériser selon les besoins de la cellule. Les molécules d’actine G établissent des contacts pour s’assembler en filaments double-hélice polarisés et dynamiques (Figure 2b).
Le processus de polymérisation de l’actine se déroule comme suit et est représenté dans la Figure 2. La nucléation, première étape de formation de nouveaux filaments d’actine, est une étape lente où deux molécules d’actine G interagissent d’abord par des liaisons faibles puis s’ajoute une troisième molécule stabilisant le groupe. Ce trimère, ou « noyau de polymérisation », est la structure minimale nécessaire à l’élongation d’un filament. S’ensuit l’élongation, où des monomères s’ajouteront aux extrémités ; cette étape est beaucoup plus rapide.
L’élongation se poursuit à chaque extrémité jusqu’à ce que la concentration en actine G atteigne une « concentration critique » en dessous de laquelle l’incorporation aux filaments est impossible (Alberts, Wilson et al. 2008). Les 2 extrémités des filaments d’actine présentent des concentrations minimales différentes pour l’assemblage des monomères. Lorsque le niveau de monomères se situe entre ces 2 concentrations critiques, le désassemblage à l’extrémité (-) (bout pointu) est compensé par la polymérisation à l’extrémité (+) (bout barbé). Ainsi, le filament d’actine est en équilibre entre la polymérisation et la dépolymérisation.
Les sous unités d’actine G se lient à un complexe adénosine-nucléotide de façon non-covalente (Figure 2a). Les complexes actine G-ATP se lient préférentiellement au bout barbé des filaments d’actine et dès leur incorporation dans le filament, la molécule d’ATP est hydrolysée, libérant un phosphate inorganique (Pi) dans le milieu cellulaire. En conséquence, les filaments d’actine sont asymétriques car composés de 3 zones selon leur enrichissement en complexe nucléotide-actine : ATPactine au bout barbé, ADP+Pi-actine (forme transitoire) ou ADP-actine qui s’accumule à l’extrémité (-) avant d’être dissociée du filament (Figure 2b).
Ainsi, l’élongation dépend de deux facteurs : la concentration critique en actine G et l’hydrolyse de l’ATP.
Régulations
In vitro, les monomères d’actine forment des filaments mais ne s’organisent jamais en structures d’ordre supérieur. Dans la cellule, ces filaments se présentent sous différentes formes selon leur fonction : on peut trouver des filaments courts, des réseaux denses de filaments interconnec tés, ou des faisceaux de filaments parallèles. Cette diversité dans l’organisation de l’actine suppose une grande variété dans les molécules régulant sa dynamique. La cellule possède de nombreux moyens pour adapter la quantité de filaments, les réguler et les organiser en fonction de ses besoins. La figure 3 illustre de manière non exhaustive la diversité des protéines capables de réguler la dynamique de l’actine.
Les types de superstructures d’actine
Les mono-filaments d’actine ne sont pas assez rigides pour produire une force mécanique mais doivent s’organiser en superstructure ou structure d’ordre supérieur, c’est à dire un arrangement d’un ensemble de filaments, par des protéines de liaison à l’actine (Pak, Flynn et al. 2008).
Les superstructures d’actine sont multiples et s’organisent en réseaux, localisés sous la membrane plasmique où ils constituent un maillage bi-dimensionnel associé à la membrane, ou forment un réseau tri-dimensionnel de fibres conférant un aspect gélatineux au cytosol (Figure 4). Elles peuvent également arranger l’actine en filaments parallèles ou antiparallèles, pour les arrangements serrés des filopodes ou les arrangements contractiles des fibres de stress, respectivement (Alberts, Wilson et al. 2008).
Des protéines interagissant avec l’actine ont été identifiées comme régulatrices de l’organisation des différentes superstructures. Ces protéines sont impliquées dans des fonctions aussi diverses que la consolidation des filaments (ex : α-actinine, Myosine, Filamine), la formation de faisceaux de filaments ou câbles (ex : Fimbrine, Fascine, Filamine), le mouvement sur les filaments (ex : Myosine II) ou encore l’ancrage des filaments à la membrane plasmique (ex : Spectrine, Filamine). Récemment de nouvelles organisations du cytosquelette d’actine sous la forme de câbles parallèles périnucléaires ancrés au niveau de l’enveloppe nucléaire (coiffe d’actine, ligne TAN) ont été identifiées (Khatau, Hale et al. 2009; Luxton, Gomes et al. 2010). Les caractéristiques de ces superstructures seront détaillées à la fin de la partie A. Tous ces jeux de protéines liant l’actine peuvent agir de façon coopérative dans le but d’engendrer les mouvements de la surface des cellules, de permettre le remodelage de la membrane plasmique lié à l’adhésion et la locomotion cellulaire, et enfin de contrôler la morphologie du noyau.
Structures protrusives larges : les lamellipodes
Dans la cellule, il existe 2 structures majeures en réseaux, les lamellipodes et les vagues (« ruffles »). Ces dernières sont des protrusions membranaires n’interagissant pas avec le substrat du fait de leur forme recourbée vers le haut ; elles participent en revanche au processus de phagocytose (Chhabra and Higgs 2007). Nous ne décrirons ici que l’organisation des lamellipodes.
Les lamellipodes sont des avancées larges et plates en 2 dimensions, parallèles au substrat et constituées d’un réseau d’actine branché (Pollard and Borisy 2003). Ce sont des extensions de la membrane plasmique à l’avant de la cellule impliquées dans la migration des cellules. Ils résultent de la différence entre la polymérisation d’actine et le mouvement rétrograde des filaments (déplacement des filaments en direction de l’extrémité pointue, c’est-à-dire de la région membranaire au centre de la cellule) dû au phénomène de treadmilling.
Ce qu’on définit généralement comme « lamellipode » est un réseau branché composé en fait de deux parties : le lamellipode et le lamellum, qui présentent des caractéristiques communes mais peuvent être discriminés (Tableau III).
Les filopodes
Les filopodes ont tout d’abord été décrits comme senseurs et explorateurs de l’environnement (Pak,Flynn et al. 2008). Récemment, leur implication dans des processus plus larges à été abordée, tels que la fermeture de la couche épithéliale durant le développement, l’invasion cellulaire ou le guidage axonal (Mejillano, Kojima et al. 2004).
Le mécanisme d’assemblage des filopodes est un sujet encore discuté. Le premier modèle de réorganisation est l’ « élongation convergente » par transition d’une organisation en réseau à une organisation en câbles (Svitkina, Bulanova et al. 2003; Vignjevic, Yarar et al. 2003). Dans ce modèle, le réseau dendritique d’un lamellipode préalablement nucléé par Arp 2/3 est réorganisé par fusion des bouts barbés puis élongation grâce aux protéines Ena/VASP à activité anti-capping, entre autres (Svitkina, Bulanova et al. 2003; Vignjevic, Kojima et al. 2006) ; c’est un processus de recyclage qui constitue un gain de temps et d’énergie pour la cellule.
Le fait que des filopodes aient été observés en l’absence de Arp2/3 plaide en faveur d’un modèle alternatif pour la formation de ces structures (Chhabra and Higgs 2007). Ce second modèle nécessite une étape de nucléation, probablement par les formines, suivi d’une élongation. Une étape finale de câblage, commune aux 2 modèles, serait ensuite requise et effectuée vraisemblablement par les fascines (Chhabra and Higgs 2007; Pollard 2007). On retrouve également la FilamineA au niveau des filopodes où elle est recrutée et activée par la petite GTPase RalA dans les fibroblastes murins NIH3T3 (Ohta,Suzuki et al. 1999).
Les fibres de stress
Au sein des fibres de stress, les filaments d’actine sont alignés de façon parallèle ou antiparallèle et sont décorés de motifs périodiques en alternance d’α-actinine et de Myosine IIA et IIB nonmusculaire ce qui leur confère des propriétés contractiles (Hotulainen and Lappalainen 2006; Naumanen, Lappalainen et al. 2008). Les fibres de stress procurent uniquement une force de contraction : elles ne cyclent pas entre des périodes de contraction/relaxation mais au contraire sont contractées en continu avec des moments occasionnels de relaxation ou d’étirement (Peterson, Rajfur et al. 2004). La présence d’ α -actinine est un des éléments qui conditionne la formation des fibres de stress.
On retrouve cependant d’autres protéines le long des fibres de stress, notamment la Tropomyosine, la Fascine, des protéines LIM, la Palladine ou la FilamineA (Wang, Ash et al. 1975; Ronty, Taivainen et al. 2004; Pellegrin and Mellor 2005). Ce sont les spécificités de structure de ces protéines qui imposent un arrangement particulier aux fibres.
L’assemblage des fibres de stress est régulé par des cascades de signalisation par la GTPase RhoA. D’une part la forme RhoA-GTP active ROCK (Rho kinase) qui catalyse la formation des fibres par l’augmentation de la contractilité par l’activité ATPase de la Myosine II non-musculaire (Katoh, Kano et al. 2001). ROCK active également la voie LIM kinase qui augmente la stabilité des fibres de stress par inhibition de la dépolymérisation des filaments via l’inactivation indirecte d’ADF/Cofiline.
Les divers types de fibres de stress
On considère souvent qu’il existe 3 types de fibres de stress : ventrales, dorsales et les arcs transverses, dont la composition et le mécanisme de formation ont été étudiés de façon approfondie (Hotulainen and Lappalainen 2006; Naumanen, Lappalainen et al. 2008). Un tel classement ne reflète pas véritablement la fonction des fibres de stress. De plus, il ne permet pas de distinguer des types supplémentaires tels que les fibres de rétraction à l’arrière de la cellule et la coiffe d’actine (Khatau, Hale et al. 2009) ou la ligne TAN (Luxton, Gomes et al. 2010) au dessus du noyau. La figure 7 schématise ces diverses structures d’actine que l’on retrouve dans la cellule et le tableau IV permet dediscerner leurs caractéristiques communes et différences.
Pour cela, nous utiliserons cette classification uniquement pour comprendre les mécanismes de formation et pour retracer les connaissances actuelles sur les fibres de stress.
La ligne TAN et le mouvement nucléaire lors de la polarisation
En 2010, Luxton et al. décrivent une « ligne TAN » (transmembrane actin-associated nuclear line), composée de câbles parallèles d’actine cytoplasmique entourant le noyau au niveau dorsal (Luxton, Gomes et al. 2010). Ils montrent que les lignes TAN sont nécessaires lors de la polarisation des fibroblastes NIH-3T3 pour la migration du noyau vers l’arrière de la cellule, phénomène observé quelques années plus tôt (Gomes, Jani et al. 2005; Ostlund, Folker et al. 2009). La polarisation est cruciale pour la migration orientée ; lors de ce phénomène, les cellules réorientent leur centrosome en direction du bord avant et leur noyau en région postérieure grâce aux cytosquelettes, afin d’acquérir la géométrie nécessaire au mouvement directionnel (Gomes, Jani et al. 2005; Li and Gundersen 2008).
La ligne TAN se forme lors de la phase de polarisation de la migration au niveau dorsal, tout d’abord sous la forme d’un réseau irrégulier de fibres qui se réorganise en câbles d’actine au cours de la migration. Ces câbles sont parallèles au front de migration, leur nombre augmente au cours du mouvement nucléaire et ils se déplacent vers l’arrière de la cellule. C’est sur ces arcs dorsaux d’actine que vont ensuite s’assembler les constituants de la ligne, pour s’ancrer à l’enveloppe nucléaire et permettre la transmission de force et le mouvement nucléaire dépendant de la Myosine II nonmusculaire (Luxton, Gomes et al. 2010).
La figure 10 schématise la coopération entre les structures périnucléaires d’actine et la Myosine II non-musculaire pour les mouvements nucléaires au cours de la polarisation des fibroblastes, phase initiale de migration. La Myosine génère une tension (ou une rigidité structurelle) sur l’actine périnucléaire (Chancellor, Lee et al. 2010) et induit ainsi le mouvement rétrograde des fibres, ce qui au final créé une force pour le positionnement du noyau à l’arrière des centrosomes dans des cellules polarisées (Gomes, Jani et al. 2005).
Ce sont les protéines du complexe LINC qui lient le noyau aux réseaux d’acto-myosine et permettent l’ancrage du noyau aux cytosquelettes et ainsi son mouvement.
Les Lamines
Les Lamines sont des protéines de la famille des filaments intermédiaires organisées en réseaux et localisées du coté nucléoplasmique. Elles sont les constituants majeurs de la lame nucléaire qui organise le complexes LINC. Les Lamines déterminent la forme et la taille du noyau, le positionnement des pores nucléaires et agissent comme « absorbeurs de chocs » pour la protection du noyau lors de déformations (Gruenbaum, Margalit et al. 2005; Houben, Ramaekers et al. 2007; Lee, Hale et al. 2007; Dahl, Ribeiro et al. 2008). Les fibroblastes embryonnaires issus du modèle murin de dystrophie musculaire dépourvus en Lamine A/C (cellules MEF lmna -/-) présentent un défaut de migration, de mécanotransduction et de ségrégation des MTOC car n’interagissent plus avec le cytosquelette avoisinant (Broers, Peeters et al. 2004; Lammerding, Fong et al. 2006). L’intégrité de la lame nucléaire est donc déterminante pour l’organisation des propriétés du cytosquelette et de polarisation cellulaire (Lee, Hale et al. 2007).
Chez les mammifères, deux types de Lamines sont exprimés: les Lamines de type A codées par le gène LMNA, produisant principalement les protéines Lamine A et C, et celles de type B codées par lesgènes LMNB1 et LMNB2 et produisant les Lamines B1 et B1, respectivement (Friedl, Wolf et al. 2011).
Chez l’Homme, des mutations sur le gène de la Lamine de type A et de la Lamine de type B sont associées à des syndromes dégénératifs héréditaires, incluant des dystrophies musculaires, des lipodystrophies, du diabète, des dysplasies squelettiques, des défauts de la peau, des cardiomyopathies, des neuropathies et des vieillissements prématurés (De Sandre-Giovannoli, Bernard et al. 2003; Eriksson, Brown et al. 2003; Worman and Bonne 2007; Zhong, Wilson et al. 2010). Dans la plupart des cas, ces mutations affectent la mécanistique nucléaire dans les tissus sujets aux tensions (Dahl, Ribeiro et al. 2008). Alors que l’expression de la LamineA/C débute dès l’embryogenèse, l’apparition des phénotypes des laminopathies liées aux mutations sur le gène a lieu après la naissance. Ceci reflète la probable importance des Lamines A/C pour la régulation de l’homéostasie post-natale, surtout dans le cas de cellules d’origine mésenchymateuse soumises à un remplacement constant durant la vie (Pittenger, Mackay et al. 1999; Wilson 2000).
La découverte de la coiffe d’actine et de son rôle dans la morphologie nucléaire ainsi que l’observation de son absence dans les fibroblastes embryonnaires issus des modèles murins de dystrophie musculaire (lmna -/-) et de progéria (lmna L530P/L530P ) révèle la possible implication des structures périnucléaires d’actine dans ces syndromes (Lammerding, Fong et al. 2006 ; Hale, Shrestha etal. 2008; Khatau, Hale et al. 2009).
Les Nesprines
Il existe 4 gènes (SYNE1–4) chez les mammifères codant pour les Nesprines 1-4 et leurs divers variants (Starr 2007; Schneider, Noegel et al. 2008). Les Nesprines (« nuclear envelope spectrin repeat proteins ») sont caractérisées par une région centrale de taille variable composée de domaines spectrine dont le nombre peut grandement varier et un ou plusieurs domaines KASH (Klarish/ANC-1/Syne homology) en C-terminal pour l’ancrage à l’enveloppe nucléaire (Gruenbaum, Margalit et al. 2005;Mellad, Warren et al. 2010).
Au niveau N-terminal des Nesprines, existent des motifs d’interaction avec les différents cytosquelettes. Les plus décrits sont les Nesprines 1 et 2 « géantes » (Nesprine 1/2 G de 1000 ou 800 kDa, respectivement) qui possèdent un domaine de liaison à l’actine composé de deux « calponin homology », la Nesprine3 se liant aux filaments intermédiaires via la plectine et la Nesprine4 qui interagit directement avec les microtubules (Gruenbaum, Margalit et al. 2005; Mellad, Warren et al. 2010).
Les Nesprine 1/2 G possèdent un grand nombre d’isoformes et ont acquis divers noms au fil de leur découverte (« syne-1 », « myne-1 » et « Enaptin » pour la Nesprine1 et « syne-2 », « myne-2 » et « NUANCE » pour la Nesprine2). Selon des modèles de prédiction in sillico, leur structure présenteraitla forme d’une tige étendue sur 300 à 400 nm dans le cytoplasme (Zhang, Ragnauth et al. 2002).
Les Nesprines sont impliquées dans un grand nombre de syndromes humains. Des mutations sur les Nesprines1 et 2 peuvent provoquer des anomalies musculaires, c’est le cas de la dystrophie de Emery-Dreifuss (EDMD) qui touche les muscles squelettiques et cause des défauts cardiaques (Zhang, Bethmann et al. 2007). On retrouve également le syndrome neurodégénératif « ataxie spinocérébelleuse » suite à des mutations de la Nesprine1 (Gros-Louis, Dupre et al. 2007).
Les protéines SUN de la membrane interne
Les protéines SUN sont situées dans l’espace périnucléaire et traversent la membrane interne pour interagir avec la Lamine (Haque, Lloyd et al. 2006). Les protéines à domaine KASH (dont les Nesprines) se lient aux protéines SUN1 ou SUN2, ce qui permet leur ancrage à l’enveloppe nucléaire (Razafsky and Hodzic 2009).
Il existe d’autres composants du complexe LINC qui peuvent se substituer aux protéines SUN.
La Torsin1A, notamment, peut endosser le rôle des protéines SUN dans des conditions où elles sont absentes grâce à sa capacité de liaison aux protéines à domaine KASH (Nery, Zeng et al. 2008).
Parmi les protéines impliquées dans l’attache du cytosquelette d’actine au noyau, j’ai identifié la FilamineA, ceci sera développé dans la première publication de la partie « Résultats ».
Mais avant cela, le chapitre suivant permettra de décrire cette protéine, son organisation ainsi que sa fonction.
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Table des matières
AVANT-PROPOS
INTRODUCTION
A. LE CYTOSQUELETTE CELLULAIRE
A.1 LE CYTOSQUELETTE D’ACTINE
A.1.1 GENERALITES
A.1.2 REGULATIONS
A.1.2.1 Les protéines modulant la dynamique des filaments d’actine
A.1.2.2 Les types de superstructures d’actine
A.1.2.3 Les protéines de stabilisation et de réticulation de l’actine
A.1.3 UN EXEMPLE DE FONCTION DES ORGANISATIONS D’ACTINE : LA MIGRATION.
A.2 STRUCTURES PROTRUSIVES LARGES : LES LAMELLIPODES
A.3 STRUCTURES EN CABLES
A.3.1 LES FILOPODES
A.3.2 LES FIBRES DE STRESS
A.3.3 LES DIVERS TYPES DE FIBRES DE STRESS
A.3.3.1 Les fibres de stress dorsales
A.3.3.2 Les arcs transverses
A.3.3.3 Les fibres de stress ventrales
A.3.4 LES FIBRES DE RETRACTION
A.4 NOUVELLES STRUCTURES D’ACTINE PERINUCLEAIRES: LA COIFFE D’ACTINE ET LES CABLES D’ACTINE ANCRES A LA LIGNE TAN
A.4.1 FONCTIONS DE LA COIFFE D’ACTINE ET DE LA LIGNE TAN
A.4.1.1 La coiffe d’actine et la régulation de la forme nucléaire
A.4.1.2 La ligne TAN et le mouvement nucléaire lors de la polarisation
A.4.2 LES COMPLEXES LINC : LIEN ENTRE LES STRUCTURES D’ACTINE PERINUCLEAIRES ET L’ENVELOPPE NUCLEAIRE
A.4.2.1 Composition et variétés des complexes LINC et leur liaison aux cytosquelettes
A.4.2.2 Les Lamines
A.4.2.3 Les Nesprines
A.4.2.4 Les protéines SUN de la membrane interne
B. LES FILAMINES ET REFILINES, PROTEINES ORGANISATRICES DU CYTOSQUELETTE D’ACTINE
B.1 LA FAMILLE DES FILAMINES
B.1.1 LES PROTEINES DE LA FAMILLE FILAMINE : DIFFERENCES D’EXPRESSION, DE LOCALISATION ET EXISTENCE DE VARIANTS
B.1.2 STRUCTURE DE LA FILAMINEA
B.1.2.1 Le domaine de liaison à l’actine de la FilamineA
B.1.2.2 Structure des domaines de type-immunoglobuline
B.1.2.3 Dimérisation de la FilamineA
B.1.3 PARAMETRES DE LA FILAMINEA MODULANT L’ORGANISATION D’ACTINE.
B.1.3.1 Le rapport concentration FilamineA/actine
B.1.3.2 Variants de la Filamine et leurs diverses propriétés
B.1.4 LES INTERACTIONS DE LA FILAMINEA AVEC SES LIGANDS
B.1.4.1 Vue générale
B.1.4.2 Les spécificités d’interaction des différentes Filamines
B.1.4.3 L’oligomérisation et regroupement des partenaires de la FilamineA
B.1.4.4 Autoinhibition des domaines par leur structure en paire avec leur voisins
B.1.4.5 Compétitions d’interaction sur les domaines, exemple de l’activation des Intégrines sur le
domaine 21
B.1.4.6 Conclusion sur les interactions de la FilamineA
B.1.5 LES FONCTIONS DE LA FILAMINEA
B.1.5.1 Approche fonctionelle par l’analyse des syndromes liés à des mutations génétiques de la
FilamineA chez l’Homme
B.1.5.2 Approche fonctionnelle par l’analyse de modèles murins invalidés pour la FilamineA
B.1.6 LE ROLE CONTRADICTOIRE DE LA FILAMINEA DANS LA MIGRATION
B.1.6.1 La FilamineA favorise la migration
B.1.6.2 La FilamineA inhibe la migration
B.1.7 LA FILAMINEA ET LES JONCTIONS CELLULAIRES
B.2 LES REFILINES
B.2.1 LES GENES DE LA FAMILLE FAM101 CODENT POUR LES REFILINES
B.2.2 ETUDE DES SEQUENCES ET CONSERVATION DES REFILINES
B.2.3 EXPRESSION DES REFILINES
B.2.3.1 Expression dans les bases de données
B.2.3.2 Expression par hybridation in situ dans l’étude de Hirano et al
B.2.4 ETUDE IN SILLICO DE LA SEQUENCE PROTEIQUE POUR L’IDENTIFICATION DE DOMAINES DE REGULATION ,POTENTIELS
B.2.4.1 Sites potentiels de phosphorylation
B.2.4.2 Autre site reconnu : la boite TonB
B.2.4.3 Sites potentiels de dégradation des Refilines
B.2.4.3.1 La séquence PEST
B.2.4.3.2 Les motifs DSG(X)2+n
S : un signal de dégradation par le protéasome
C. LE CYTOSQUELETTE D’ACTINE ET LA TRANSITION EPITHELIO-MESENCHYMATEUSE
C.1.1 DEFINITION DE LA TRANSITION EPITHELIO-MESENCHYMATEUSE
C.1.2 MODIFICATIONS DU CYTOSQUELETTE LORS DE LA TRANSITION EPITHELIO MESENCHYMATEUSE
C.1.2.1 Positionnement du noyau dans les cellules épithéliales par le complexe LINC
C.1.2.2 L’induction de la TEM par le TGF- β dans les cellules épithéliales NmuMGs
C.1.2.3 La signalisation TGF-β dans la TEM
C.1.2.4 Formation de fibres de stress et modification des adhésions par le TGF-β
C.1.2.5 La signalisation TGF-β et l’implication des petites GTPases
RESULTATS
D. LA REFILINEB ET LA FILAMINEA ORGANISENT UN RESEAU D’ACTINE PERINUCLEAIRE ET REGULENT LA FORME DU NOYAU
D.1 RESUME DE L’ARTICLE
D.2 INTRODUCTION
D.3 PUBLICATION “REFILINEB (FAM101B) TARGETS FILAMINA TO ORGANIZE PERINUCLEAR ACTIN NETWORKS AND REGULATES NUCLEAR SHAPE”
D.4 RESULTATS SUPPLEMENTAIRES DE LA PUBLICATION
D.5 RESULTAT COMPLEMENTAIRE : REFILINEA INTERAGIT AVEC LES DIMERES DE FILAMINEA
D.6 CONCLUSIONS
E. REGULATION ET FONCTION DU COMPLEXE REFILINE/FILAMINEA DANS LA DIFFERENCIATION DES CELLULES NEURALES MULTIPOTENTES
E.1 INTRODUCTION
E.1.1 ORIGINE COMMUNE DES NEURONES ET CELLULES GLIALES
E.1.1.1 Apparition des cellules du système nerveux central lors du développement embryonnaire
E.1.1.2 Les cellules souches neurales embryonnaires : Les cellules neuroépithéliales
E.1.1.3 Les cellules souches neurales adultes
E.1.2 IMPLICATION DE LA FILAMINE DANS LA DIFFERENCIATION DES CELLULES SOUCHES
E.2 RESULTATS
E.2.1 IDENTIFICATION DU GENE FAM101A LORS DE LA TRANSITION DES PROGENITEURS MULTIPOTENTS EN PROGENITEURS GLIAUX
E.2.2 REGULATIONS DIFFERENTES ENTRE REFILINEA ET REFILINEB
E.2.2.1 Les Refilines sont stabilisées en conditions de confluence
E.2.2.2 Les séquences PEST et DSG(X)
2+nS modifient la demi-vie des Refilines
E.2.2.3 Le motif DSG(X) 2+n S de la RefilineB permet l’interaction avec β-Trcp
E.2.3 LE COMPLEXE REFILINE/FILAMINE EST LOCALISE SUR UNE COIFFE TRANSITOIRE D’ACTINE DANS LES
PRECURSEURS NEURONAUX LORS DE LEUR DIFFERENCIATION EN CULTURE
E.2.3.1 La coiffe d’actine composée du complexe RefilineB/FilamineA dans les précurseurs
E.2.3.2 La coiffe d’actine des précurseurs neuraux est transitoire
E.3 DISCUSSION ET PERSPECTIVES
E.4 MATERIEL ET METHODES
E.4.1 CULTURE DE LIGNEES CELLULAIRES
E.4.2 CULTURE DE CELLULES PROGENITRICES NEURALES DE RAT
E.4.2.1 Obtention de culture de CPMs de rat à long terme
E.4.2.2 Prolifération des cultures de CPMs à long terme en conditions d’adhésion ou en neurosphères
E.4.2.3 Différenciation des cultures de CPMs à long terme
E.4.3 INFECTION DES CPM ET U373 PAR ADENOVIRUS
E.4.4 INFECTION DES CELLULES U373 MG PAR LENTIVIRUS ET LIGNEE STABLE
E.4.5 IMMUNOFLUORESCENCE
E.4.6 IMMUNOPRECIPITATION
E.4.7 EXPERIENCES DE STABILITE DES REFILINES
CONCLUSIONS GENERALES ET PERSPECTIVES
F. LE COMPLEXE REFILINE/FILAMINE REORGANISE L’ACTINE ET GENERE DES COIFFES
G. LA REGULATION COMPLEXE DE LA PROTEINE REFILINE
H. ROLE FONCTIONNEL POTENTIEL DU COMPLEXE REFILINE/FILAMINE DANS L’ETABLISSEMENT
DES COIFFES LORS DES PHENOMENES DE TRANSITION
H.1 LORS DE L’ETAPE D’INITIATION DE MIGRATION : LA POLARISATION
H.2 LORS DE LA TRANSITION EPITHELIO-MESENCHYMATEUSE
H.3 LORS DE LA DIFFERENCIATION DES CELLULES SOUCHES NEURALES
TABLEAUX ANNEXES
REFERENCES
