Soutenance mémoire
La production de maïs
Azospirillum
Azospirillum, genre bactérien de la famille des Spirillaceae, est utilisée en agriculture depuis plus de 25 ans dans plusieurs pays et est couramment isolée de la rhizosphère d’une grande variété d’herbes et de céréales (Amarger, 2002; Mahdi et al.
2010). Les espèces d’Azospirillum sont des bactéries aérobiques et hétérotrophes qui colonisent en grande quantité la rhizosphère des graminées (Kennedy et al. 2004; Kennedy et Tchan, 1992). Certaines espèces d’Azospirillum y survivent sur une longue période et peuvent même persister dans le sol en l’absence de la plante (Oliveira et al.
2004). Azospirillum a la capacité de pénétrer le système racinaire et croître à titre d’ endophyte dans les crevasses intercellulaires (Sumner, 1990).
Les espèces d’Azospirillum sont également considérées faisant partie des PGPR (Bashan, 1999; Lucy et al. 2004; Okon, 1994; Zahir et al. 2004). Elles sont des bactéries fixatrices d’ azote non symbiotiques (Hayat et al. 2010) et peuvent fixer entre 20 à 40 kg d’ azote par hectare de champs (Mahdi et al. 2010). Des expériences en serre ont démontré que leur inoculation augmente significativement la teneur en azote des feuilles de canne à sucre (Muthukumarasamy et al. 1999). Une expérience effectuée avec le blé utilisant des techniques de traçage de l’azote a également démontré que 7 à 12 % de l’azote fixé provenait de la fixation d’azote biologique par A. lipoferum et A. brasilense (Malik et al. 2002).
Les Azospirillum peuvent également produire des composés antifongiques et antibactériens, des régulateurs de croissance et des sidérophores (Pandey et Kumar, 1989). Elles peuvent stimuler la croissance des plantes, plus précisément les racines, via plusieurs mécanismes incluant la production de phytohormones telles que l’acide abscissique, l’acide indole-3 acétique (AIA) de la famille des auxines et les gibbérellines (Cohen et al. 2009). Ces phytohormones influencent le taux de respiration des racines de l’hôte, le métabolisme et la prolifération des racines d’où l’amélioration de la consommation d’ eau et des minéraux par la plante inoculée (Okon et Itzigsohn, 1995).
Des études en serre et en champs ont permis de déterminer que la bactérie a des effets bénéfiques sur le rendement de la production de blé (El Mohandes, 1999; Hegazi et al. 1998; Ganguly et al. 1999). Les plants de blé traités avec A. brasilense Sp245 exposent des racines plus courtes, une formation des poils racinaires augmentée et une biomasse aérienne accrue (Isawa et al. 2010). Cependant, une souche mutante qui ne peut pas produire d’AIA n’a pas favorisé la croissance de l’hôte (Spaepen et al. 2008).
Ceci suggère que l’effet sur la croissance des plantes est dû à l’AIA produite par A. brasilense Sp245. Chez la tomate, A. brasilense Sp7 et Azospirillum sp. BNM-65 présentent également des effets positifs sur la biomasse des pousses et des racines, cependant, une augmentation du développement de maladies bactériennes a été observée (Romero et al. 2003). Azospirillum sp. B510, isolée de tige stérilisée de plant de riz poussé en champs, a été sélectionnée à titre d’inoculant ‘endophyte bénéfique pour la production de riz au Japon (lsawa et al. 2010). En effet, lorsqu’inoculé en serre (108 CFU ml- t ) , B51 0 a augmenté significativement la croissance de la biomasse c’est -à-dire des feuilles et des pousses des plants de riz (Isawa et al. 2010). Dans une étude en serre sur le riz, l’inoculation d’Azospirillum lipoferum a augmenté le rendement du plant à
plus de 6,7 g par plant (Mirza et al. 2000) et l’inoculation des grains de maïs avec la souche Azospirillum lipoferum CRT1 a induit des changements dans la longueur de ses racines (El Zernrany et al. 2007).
Une autre étude d’A. lipoferum avec des plants de maïs a démontré que la présence de la bactérie réduit le stress hydrique et peut même éviter la sécheresse (Cohen et al. 2009). Elle a un potentiel pour la dégradation de contaminants organiques et on lui attribue le mérite de provoquer une augmentation de la récolte de 5 à 30 % (Amarger, 2002; Lin et al. 20 Il). Au Brésil, les tests sur le terrain effectués avec A. lipoferum indiquent que la bactérie peut apporter une contribution importante à la culture du maïs.
Ils ont estimé que si son utilisation pouvait permettre de réduire de 50 % la quantité de fertilisants azotés ajoutée lors de l’épandage de produits chimiques, ceci correspondrait à une réduction de 52 kg d’azote par hectare de champ pour 14,1 millions d’hectares (Hungria et al. 2010).
En France, la compagme Liphatech a commercialisé A. lipoferum à titre de fertilisant pour le maïs sous le nom de AzoGreen-m (Jacoud et al. 1999). AzoGreen-m se présente sous forme de poudre dans un seau de 21 kilos contenant les bactéries et un support organique. Selon la compagnie, Azogreen est introduit dans le sol au moment du semis grâce au système de microgranulation que l’on trouve sur la plupart des semoirs, et dans ces conditions, la souche sélectionnée montre un résultat significatif de doublement du volume racinaire.
Gluconacetobacter
Gluconacetobacter diazotrophicus, anciennement Acetobacter diazotrophicus, est une espèce de la famille des Acetobacteraceae reconnue pour sa capacité de fixation d’azote atmosphérique au niveau de la canne à sucre (Sevilla et al. 2001). Elle peut fixer jusqu’à 150 kg d’azote par hectare de canne à sucre par année (Boddey et al. 1991).
Cette bactérie vit dans l’espace intercellulaire des racines, de la tige et des feuilles et elle peut fournir le plant selon ses besoins en azote (Boddey et al. 1991). Une étude faite en Inde a déterminé que la population de G. diazotrophicus a été reportée entre 106 à 107 cellules par gramme de tissus frais de canne à sucre (Muthukumarasamy et al. 1999). Sa nature endophytique dans les racines, les tiges et les parties aériennes de la canne à sucre a été confirmée au Brésil (Reis et al. 2000).
G. diazotrophicus, retrouvée en grande quantité « dans les racines et tiges de canne à sucre (Stephan et al. 1991) a également été isolée de la rhizosphère de maïs au Brésil (Roesch et al. 2008). C’était la seule espèce fixatrice d’azote connue du genre Gluconacetobacter jusqu’à ce que Jimenez-Salgado et al. (1997) iso.lent deux autres bactéries productrices d’acide indole-acétique (AlA) et fixatrices d’azote de la rhizosphère de plant de café, Gluconacetobacter johannae et Gluconacetobacter azotocaptans (Fuentes-Ramirez et al. 2001).
Ce n’ est que récemment que Mehnaz et Lazarovits (2006) ont isolé G.
azotocaptans de la rhizosphère d’une variété de maïs d’Ontario. La bactérie est naturellement adaptée aux conditions de croissance du maïs et sa découverte permettait de supposer qu’elle devait avoir un rôle important dans la croissance des plants (Menhaz et Lazarovits, 2006). Leur étude a permis d’observer ses effets bénéfiques et démontrer que son utilisation avec le maïs est prometteuse. G. azotocaptans peut, selon la variété de maïs utilisée, augmenter significativement le poids des racines et de la pousse. La bactérie peut fixer l’ azote atmosphérique, produire de l’AlA, possède une activité antifongique et peut également solubiliser les phosphates. La bactérie pourrait être un candidat potentiel à titre de biofertilisant (Menhaz et Lazarovits, 2006). Toutefois, peu de recherche sur cette espèce a été effectuée avec le maïs et l’information disponible provient de leur étude.
Au Canada, d’autres cultures pourraient bénéficier de l’utilisation de Gluconacetobacter. En effet, un brevet a été déposé à l’Office de la propriété intellectuelle du Canada concernant l’invention d’un inoculant contenant Gluconacetobacter. Cet inoculant serait destiné à améliorer la production de culture à haute teneur en sucre telle la betterave tout en réduisant l’utilisation d’engrais azoté 15 (demande de brevet #CA 2735269). Deux avantages associés à l’utilisation d’un biofertilisant efficace.
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Table des matières
REMERCIEMENTS
RÉSUMÉ
LISTE DES TABLEAUX
LISTE DES FIGURES
LISTE DES ABRÉVIATIONS, SIGLES ET ACRONYMES
LISTE DES SYMBOLES
CHAPITRE 1
INTRODUCTION
1.1. Le maïs
1.1.1. La production de maïs
1.1.2. Les fertilisants
1.1.3. La pollution associée à la production de maïs
1.2. Les biofertilisants
1.2.1. L’activité microbiologique de la rhizosphère
1.2.2. Les PGPB
1.2.3. Les endophytes
1.2.3.1. Azospirillurn
1.2.3.2. Gluconacetobacter
1.2.4. L’efficacité des biofertilisants
1.2.5. La dispersion et persistance des biofertilisants
1.2.6. L’effet des biofertilisants sur la photosynthèse
1.2.6.1. Les systèmes photo synthétiques
1.2.6.2. Les phases de la photosynthèse
1.2.6.3. Les photo systèmes
1.2.6.4. Le photo système II
1.2.6.5. Le cytochrome b6f et le PSI
1.2.6.7. Le gradient de protons
1.3. Les hypothèses et objectifs du mémoire
1.3.1.Les hypothèses
1.3.2.Les objectifs
CHAPITRE II
MÉTHODES EXPÉRIMENTALES
2.1 La plante modèle
2.2 Les endophytes modèles
2.3 La culture des endophytes
2.4 La transformation génétique des endophytes
2.5 L’extraction de l’ADN des endophytes en culture, dans le grain et dans les racInes
2.6 La détection de l’ADN des endophytes par la PCR en temps réeL
2.7 Le développement de la chambre de croissance de niveau de confmement
2.8 Le test de germination des grains de maïs
2.9 L’évaluation du transport d’électrons dans le PSII
2.9.1 Les mesures d’induction de fluorescence
2.9.2 Les mesures de déclin de fluorescence
2.1 0 L’ évaluation de l’effet des conditions d’inoculation des endophytes sur la biomasse et la colonisation des racines
2.11 L’évaluation de la persistance des endophytes
2.12 L’analyse statistique
CHAPITRE III
RESULTATS
3.1. La caractérisation des endophytes modèles et du transformant
3.1.1.Le séquençage de l’ADNr 16S des endophytes
3.1.2. La culture des endophytes
3.1.3. La transformation génétique des endophytes
3.1.4. L’ extraction des endophytes dans les racines et les grains de l’épi de maïs
3.1.5. La détection de l’ADN des endophytes par la PCR en temps réel
3.2. Les expérimentations en chambre de croissance
3.2.1. Les paramètres de croissance des plants de maïs
3.2.2 L’impact de l’inoculation de G. azotocaptans sur le photo système II
3.2.2.1 L’induction de fluorescence
3.2.2.2 Le déclin de fluorescence
3.2.3 L’impact des conditions d’inoculation des endophytes sur la biomasse
3.2.4 L’impact des conditions d’inoculation des endophytes sur la colonisation des racines
3.2.5 L’évaluation de la persistance des endophytes
CHAPITRE IV
DISCUSSION
4.1 Le modèle expérimental
4.1.1 Le choix des endophytes modèles
4.1.2 La chambre de croissance de niveau de confinement 2
4.1.3 Le transformant
4.1 .4 La PCR en temps réel
4.2 Les conditions d’inoculation des endophytes
4.3 L’étude de la photosynthèse
4.4 Le déplacement vertical et la persistance des endophytes
CHAPITRE V
CONCLUSION
RÉFÉRENCES BIBLIOGRAPHIQUES.
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