La pollution des eaux par les colorants

La pollution des eaux par les colorants

Mécanisme d’élimination des colorants azoïques

La minéralisation des colorants azoïques par les microorganismes, spécialement les levures, implique plusieurs mécanismes complexes tels que la biodégradation et/ou la biosorption.

Biosorption

Le terme biosorption peut décrire tout système dans lequel une surface solide d’une matrice biologique interagit avec une entité, entraînant une réduction de sa concentration en solution (Gadd, 2009). Selon certaines études, le mécanisme de la biosorption peut inclure plusieurs autres mécanismes tels que : l’adsorption superficielle, l’accumulation, l’échange ionique, la complexation (coordination), la chélation et la micro-précipitation (Crini, 2006).
L’adsorption des colorants est dépendante des propriétés des colorants telles que la structure moléculaire, le type, le nombre et la position des substituants dans la molécule de colorant (Reife et Freeman, 1996). En effet, les parois cellulaires fongiques sont des structures macromoléculaires complexes constituées de chitines, de glucanes, de mannans et de protéines. Ils sont composés de nombreux groupes fonctionnels ; principalement de polysaccharides, de protéines et de lipides (Gadd, 1993). Les colorants peuvent interagir avec ces groupes actifs sur la surface cellulaire d’une manière différente. Certaines études ont montré que l’adsorption des colorants augmente en présence de groupements hydroxyle, nitro et azo dans la molécule de colorant, et diminue en présence des groupements sulfoniques (Reife et Freeman, 1996). Ce processus de liaison est souvent assez rapide pour être achevé en quelques heures (Chen et al. 2016).
La biosorption a été définie par la plupart des chercheurs comme un processus passif et métaboliquement indépendant (Malik, 2004, Gadd, 2009). Il peut être effectué soit par la biomasse morte, soit par des fragments de cellules et de tissus, présentant certains avantages notamment la facilité et la sécurité de la manipulation du matériel biologique. Cependant, le processus réalisé par des cellules vivantes via la complexation à la surface des parois cellulaires et/ou d’autres couches externes, est désigné sous le terme bioaccumulation (Malik, 2004), il est du coup plus lente et plus complexe vue l’implication de plusieurs variables inclus : pH, disponibilité de ligands, produits des activités métaboliques cellulaires, etc. (Gadd, 2009). Aksu (2003) a effectué une étude sur la bioaccumulation de trois colorants azoïques par les cellules de Saccharomyces cerevisiae, il a constaté que l’augmentation de la concentration du colorant a inhibé la croissance ainsi que la capacité de bioaccumulation a différé d’un colorant à l’autre.

Biodégradation

La biodégradation des colorants azoïques implique deux voies primordiales. Il s’agit de la réduction ou de l’oxydation. Le dispositif moléculaire mis en œuvre est constitué d’une gamme d’enzymes spécifiés dans l’une des voies citées.

Dégradation des colorants azoïques par des enzymes réductives

La dégradation des composés azoïques par les azoreductases a été montrée comme étant de nature presque exclusivement anaérobie. Celle-ci implique le clivage de liaisons azoïques (N=N) par un transfert de quatre électrons réducteurs et le colorant agit comme un accepteur final d’électrons, entraînant ainsi la formation de solutions incolores. Ces réactions nécessitent des cofacteurs réducteurs tels que le nicotinamide adénine dinucléotide (NAD+), le nicotinamide adénine dinucléotide phosphate (NADP+) pour catalyser la réduction enzymatique des colorants azoïques par les azoreductase (Ramalho et al., 2014). La présence de NADHDCIP réductase, la riboflavine réductase et l’induction dans l’activité azoreductase au cours de la décoloration de Remazol avec Galactomyces geotrichum MTCC1360 a été rapportée par Waghmode et al. (2012).
Plusieurs recherches ont rapporté l’efficacité de dégradation des colorants azoïques récalcitrants dans des conditions anaérobies par des microorganismes anaérobies (en raison de leurs azoreductase) ou des enzymes azoreductase purifiées (Chen et al., 2005). Pourtant, d’autres études ont rapporté que les azoreductase peuvent aussi bien fonctionner dans des conditions aérobies qu’anaérobies, Chang et al. (2001) ont analysé l’activité de l’extrait cellulaire de Pseudomonas luteola dans des conditions anaérobies et aérobies et ont indiqué que la présence d’oxygène n’avait pas d’influence directe sur l’activité azoreductase.

Dégradation des colorants par des enzymes oxydatives

L’oxydation des colorants azoïques par les souches fongiques implique l’expression des enzymes lignolytiques extracellulaires non spécifiques (Majeau et al., 2010 ; Husain et Husain, 2011). En effet, les enzymes modifiant la lignine telles que la laccase, la manganèse peroxydase (MnP), la lignine peroxydase (LiP), la tyrosinase (Tyr) et, la N-déméthylase, sont largement apparentées à la biodécoloration (Chatha et al., 2017). Les réactions catalysées par ces enzymes extracellulaires sont des réactions d’oxydation. La lignine peroxydase, par exemple, catalyse l’oxydation des composés aromatiques non phénoliques, tandis que la manganèse peroxydase et l’acétate catalysent l’oxydation des composés phénoliques (McMullan et al., 2001).

Table des matières

Introduction générale
Partie I : Synthèse bibliographique
1. Problématique de la pollution des eaux par les colorants
2. Classification des colorants
2.1. Colorants naturels
2.2. Colorants synthétiques
2.2.1. Colorants azoïques
2.2.2. Cas du rouge de carmoisine
3. Toxicité des colorants et leur impact sur l’environnement
3.1. Effet sur la santé
3.2. Effet sur l’environnement
3.3. Législation sur le rejet des colorants dans l’environnement
4. Méthodes de traitement des colorants
4.1. Méthodes physico-chimiques
4.2. Méthodes biologiques
4.2.1. Phytoremédiation
4.2.2. Bioremédiation
5. Mécanisme d’élimination des colorants azoïques
5.1. Biosorption
5.2. Biodégradation
5.2.1. Dégradation des colorants azoïques par des enzymes réductives
5.2.2. Dégradation des colorants par des enzymes oxydatives
Partie II : Matériel et méthodes
1. Microorganismes et conditions de culture
1.1. Microorganismes
1.2. Milieux de culture
1.3. Préparation de l’inoculum
1.4. Colorants utilisés
2. Etude de la décoloration
2.1. Mise en évidence de la capacité de décoloration de différents colorants azoïques par les cellules de levures
2.2. Etude de la cinétique de la décoloration du RC
2.3. Effet de l’immobilisation des cellules sur la décoloration
3. Etude des mécanismes de la décoloration du RC
3.1. Etude de la biodégradation
3.1.1. Extraction des produits de dégradation
3.1.2. Caractérisation des produits de dégradation
3.1.3. Mesure de l’activité enzymatique de la laccase
3.2. Etude de la biosorption
3.2.1. Effet de l’inactivation des cellules sur la décoloration
3.2.2. Modélisation des isothermes d’adsorption
3.2.3. Etude de la cinétique d’adsorption
3.2.4. Analyse et caractérisation de l’adsorbant (cellules de levures)
3.2.5. Criblage des facteurs influents la biosorption
4. Evaluation de la toxicité des produits de dégradation
4.1. Protocole
4.2. Analyse statistique
Partie III : Résultats et discussion
1. Décoloration des colorants azoïques par les souches de levures
1.1. Mise en évidence de la capacité de décoloration des souches
1.2. Cinétique de la croissance et de la décoloration du RC par les cellules de levures
2. Etude du mécanisme de la décoloration
2.1. Etude de la biodégradation
2.1.1. Analyse de la décoloration par la spectroscopie UV-visible
2.2. Analyse des produits de dégradation
2.2.1. Chromatographie sur couche mince (CCM)
2.3. Mesure de l’activité enzymatique laccase
3. Etude de le biosorption
3.1. Décoloration du RC par les cellules mortes
3.2. Caractérisation de l’adsorbant par IRTF
3.3. Adsorption du RC à différentes concentrations parM1 et M3
3.4. Modèles isothermes d’adsorption
3.5. Etude cinétique
3.6. Diffusion intraparticulaire
3.7. Criblage des facteurs influençant la biosorption
3.7.1. Résultats expérimentaux
3.7.2. Etude des effets des facteurs
3.7.3. Analyse et interprétation des résultats
4. Test de phytotoxicité
Conclusion générale et perspectives
RÉFÉRENCES BIBLIOGRAPHIQUES

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