La lutte contre le parasitisme gastro-intestinal : quelle(s) stratégie(s) ?

LES STRONGLES GASTRO-INTESTINAUX CHEZ LES OVINS

OUTILS DE DETERMINATION DE LA CHARGE PARASITAIRE ET DE L’HELMINTHOFAUNE

Huit chantiers de prélèvements ont été mis en œuvre sur deux ans et répartis comme suit : mai, septembre et décembre 2016, mai, août et octobre 2017, janvier et mai 2018. On distingue chaque fois deux catégories d’échantillons :
– Sanguin, sang veineux jugulaire prélevé au vacutainer sur tube EDTA et tube sec. – Echantillons de fèces prélevés dans le rectum de chaque brebis (dans des contenants hermétiques et identifiés). Si l’animal ne présente pas de selles ou n’a pu être rentré avec les autres, ses prélèvements sont envoyés avec environ 48h de décalage par rapport au groupe et ses analyses sont incluses dans le fichier de données de la date de prélèvement. Elles sont donc prises en compte dans l’analyse ultérieure. Un même échantillon de fèces est utilisé pour la coproscopie individuelle, la coproscopie de mélange et la coproculture.
L’ensemble des prélèvements réalisés sont envoyés par Chronopost ® sous atmosphère réfrigérée et parviennent au laboratoire sous 24h.

Coprologies individuelles et de mélange

Coprologies individuelles

Des coprologies individuelles ont été réalisées sur les brebis en hiver, à la charnière printemps-été et à l’automne des années 2016 à 2018 (soit aux mois de mai, septembre et décembre 2016, mai, août et octobre 2017, janvier et mai 2018).Les périodes automnale et printanière offrent des conditions environnementales très favorables au développement des SGI et sont les saisons au cours desquelles sont couramment observés des pics d’excrétion fécale. Il est donc pertinent de prélever les animaux à ces périodes plus à risques pour eux.En fonction des principes actifs dans les anthelminthiques utilisés pour juguler les strongyloses de printemps et d’automne, la réinfestation peut être empêchée jusqu’à cinq semaines après le traitement. La durée de chaque cycle parasitaire est fonction des conditions extérieures mais aussi dépendante de l’espèce à laquelle on s’intéresse. Etant donné la diversité d’espèce considérée, nous avons choisi ici d’estimer à un mois environ le délai nécessaire entre la réinfestation et la reprise d’excrétion. Cette dernière fait suite à un traitement anthelminthique ayant indirectement diminué le niveau de contamination de la pâture (car les L3 ingérées sont éliminées donc des larves sont consommées sans qu’il y ait dépôt d’œufs de novo). Par conséquent, les niveaux d’excrétion sont le plus souvent faibles et ce n’est qu’après une deuxième infestation qu’ils s’avèrent plus substantiels. Ce qui implique une attente supplémentaire avant un nouveau prélèvement d’environ trois semaines à un mois. Ainsi, le délai entre deux sessions de prélèvement choisi dans cette étude a-t-il été d’environ trois mois.Aux mois de Juin 2017 et 2018, des coproscopies individuelles d’une partie des agneaux nés en mars de l’année courante ont aussi été réalisées, soit 25 agneaux par système en 2017 et 25 par système en 2018. Le caractère naïf des agneaux vis-à-vis des strongles gastro-intestinaux a éveillé notre intérêt quant au reflet ponctuel de la contamination des pâtures qu’ils pouvaient fournir.Ainsi que mentionné précédemment, la réalisation d’une coproscopie ne permet pas, dans le cas des SGI, d’allier dénombrement des œufs dans les fèces et identification des différentes espèces. C’est donc uniquement le niveau d’excrétion global en SGI qui a été déterminé dans un premier temps, à l’aide de la méthode quantitative de Mac Master (modifiée par Raynaud (1979)). Pour chaque individu, 3 g de fèces fraîches sont délités dans 42 mL de solution saline de densité 1.2 (vérifiée avant chaque série). La suspension obtenue est filtrée par trois fois à l’aide d’une passoire à thé. La solution diluée au quinzième à laquelle on parvient est homogénéisée puis prélevée à l’aide d’une pipette afin de remplir une lame de MacMaster.
A l’exception des séries de prélèvements de décembre 2016 et janvier 2018, faites au L.S.T (cf infra), toutes les coproscopies individuelles ont été réalisées en utilisant une solution saline de densité 1.2 comme liquide de flottaison. Au total, 760 coproscopies individuelles ont été effectuées.

Coprologies de mélange

Des coprologies de mélange ont été réalisées systématiquement pour chaque date de prélèvement en utilisant un liquide de flottaison plus dense que la solution saline, le L.S.T (LST Fastfloat ®, d = 1.45, Central Chemical Consulting Pty Ltd, PO Box 2546, Malaga western Australia 6944). Son utilisation en coprologie permet la visualisation des œufs de Trématodes (grande douve et petite douve en particulier), non mis en évidence avec une flottation au sel. L’utilisation de ce liquide de flottaison répond à une demande des gestionnaires du troupeau de contrôler lors des mois à risques (décembre et janvier) la présence de Fasciola hepatica (ou grande douve) dans l’élevage.
Une coprologie de mélange se réalise en général sur un échantillon représentatif d’un lot au sein d’un élevage et implique 10 à 15 échantillons de fèces. Les coprologies de mélange ont été dans cette expérience réalisées dans la continuité des coprologies individuelles et il a été considéré que chaque classe d’âge constituait un lot d’intérêt. Toutes les brebis au sein de chaque classe d’âge ont contribué à la constitution du pool initial de fèces.1 g de fèces par individu du lot est prélevé et réservé dans une poche plastique de congélation à la fermeture hermétique. L’homogénéisation des fèces s’obtient par trituration de la poche durant 2 à 3 minutes. Sur ce pool initial sont prélevés 3 g que l’on délite dans 42 mL de L.S.T. La suspension obtenue est filtrée par trois fois à l’aide d’une passoire à thé et la suspension obtenue est utilisée pour remplir une lame de MacMaster dont la lecture suit le même canevas que décrit précédemment.

Coprocultures de groupe

Les coprocultures se placent dans la prolongation de l’apport des coprologies décrites ci- dessus. Si la technique de MacMaster offre un intérêt quantitatif, elle ne permet pas de discriminer les différentes espèces de strongles en présence. La coproculture consiste en la mise en conditions favorables au développement des SGI un pool de fèces contenant des œufs et d’en extraire des larves de stade 3.2 à 3 g de fèces sont collectées par individu et placées dans un récipient plastique à l’étuve (24°C +/- 1°C). Après 12 jours d’incubation ponctués d’humidifications régulières (tous les deux jours à l’aide d’un vaporisateur) démarre la récupération des L3 : le récipient est rempli d’eau à ras bord et renversé sur une boîte de pétri elle-même à moitié remplie. Le dispositif est exposé à la lumière du jour. L’hygrophilie des larves entraîne leur passage en suspension. Leur phototropisme ainsi que la gravité les rassemble dans le liquide contenu dans la boîte sous 24h et elles sont ensuite récupérées par aspiration (soit 40 à 45 mL). Le volume récupéré subit une centrifugation (4500 rpm pendant 10 minutes avec une Eppendorf Centrifuge 5804®) qui permet une concentration des L3 dans un volume final de 5 mL, stocké à 4°C jusqu’à son utilisation ultérieure. Le concentrat obtenu a été utilisé de deux façon : d’une part pour identification morphologique des principales espèces de SGI et d’autre part pour une identification et quantification par PCR en temps réel.

Table des matières

Liste des enseignants
Dédicaces et remerciements
Table des matières
Table des tableaux
Table des illustrations
Table des cartes
Table des schémas
PREMIERE PARTIE : BIBLIOGRAPHIE
CHAPITRE I : LES STRONGLES GASTRO-INTESTINAUX CHEZ LES OVINS
A. Généralités
B. Biologie des strongles gastro-intestinaux
1. Un cycle parasitaire impliquant une phase libre dans le milieu extérieur
2. Ecologie des stades libres : une forte dépendance aux conditions d’humidité et de température
(a) De l’œuf à la L3
i. Température et développement des stades pré-infestants
ii. Humidité relative, Hygrométrie, Pluviométrie et développement des stades pré-infestants
(b) Survie de la L3 et migration
i. Survie de la L3
ii. Migration hors des fèces
3. Distribution actuelle des espèces de SG et leurs perspectives
C. Physiopathologie, conséquences cliniques de l’infestation et diagnostic
1. Action pathogène des SGI
(a) Haemonchus contortus
(b) Teladorsagia circumcincta et Trichostrongylus colubriformis
2. Réponse immunitaire de l’hôte
3. Diagnostic des strongyloses gastro-intestinales
CHAPITRE II : L’ELEVAGE OVIN FRANÇAIS ET PLACE DE LA CONDUITE EN PATURAGE DANS LA FILIERE OVIN VIANDE
A. Généralités sur l’élevage ovin viande et ses systèmes de production en France
1. Effectifs et chiffres-clefs
2. Races ovines allaitantes et systèmes de production
(a) Système transhumant pyrénéen
(b) Système herbager
(c) Système intensif de production
B. Les conséquences zootechniques du parasitisme gastro-intestinal
CHAPITRE III : LA LUTTE CONTRE LE PARASITISME GASTRO-INTESTINAL : QUELLE(S) STRATEGIE(S) ?
A. Stratégie unimodale : la lutte chimique
1. Molécules anthelmintiques historiquement utilisées
(a) Lactones macrocycliques
(b) Benzimidazolés
(c) Salicylanilidés
(d) Imidothiazolés
(e) Dérivés de l’amino acétonitrile ou DAAs
2. Et résistance aux anthelminthiques : une problématique mondialement d’actualité
(a) Qu’est-ce que la résistance ?
(b) Qui concerne-t-elle ?
(c) Quels en sont les mécanismes ?
(d) Quand la suspecter et comment l’objectiver ?
(e) Quelles conclusions peut-on en tirer ?
B. Stratégie multimodale et avènement des stratégies de lutte intégrée
1. « Targeted treatments » et « targeted selective treatments » : Vers un usage raisonné des anthelminthiques en élevage
2. Agir en amont : la sélection génétique dans les stratégies de contrôle du parasitisme gastro-intestinal ovin
3. L’alimentation, une piste d’avenir ?
4. Une gestion agronomique orientée vers une limitation de l’infestation
(a) Origine et conception du pâturage cellulaire
(b) Implications en matière de lutte contre les SGI
DEUXIEME PARTIE : MATERIEL ET METHODES
CHAPITRE I : PRESENTATION DU SITE EXPERIMENTAL ET DES ANIMAUX A. Le site du Mourier
1. Localisation
2. Des relevés réguliers de température et de pluviométrie sur le terrain
3. Une hauteur d’herbe régulièrement contrôlée
B. Protocoles de pâturage, allotement
1. Organisation du parcellaire
2. Allotement des brebis et conduite
(a) Conduite en pâturage tournant
(b) Conduite en pâturage cellulaire
(c) Critères d’allotement et de conduite
CHAPITRE II : OUTILS DE DETERMINATION DE LA CHARGE PARASITAIRE ET DE L’HELMINTHOFAUNE
A. Coprologies individuelles et de mélange
1. Coprologies individuelles
2. Coprologies de mélange
B. Coprocultures de groupe
C. PCR temps réel sur matrice larvaire : un outil de détermination de la composition de l’helminthofaune
CHAPITRE III : AUTRES DONNEES COLLECTEES
A. Indicateurs cliniques et zootechniques
1. Note d’état corporel (NEC)
2. Indice de diarrhée (ID)
3. Sang veineux
B. Traitements antiparasitaires
CHAPITRE IV : TRAITEMENT DES DONNEES A. Préliminaires
B. Analyses
TROISIEME PARTIE : RESULTATS CHAPITRE I : ELEMENTS DE CONTEXTE
CHAPITRE II : CONDUITE DES BREBIS A. Principe de calcul des temps de retour par cellule
B. Premiers constats sur les systèmes mis en place
C. Evolution du chargement instantané dans les deux systèmes
CHAPITRE III : APPORTS DE LA COPROLOGIE ET DE LA qPCR
Sous-partie 1 : chez les brebis A. Données brutes d’excrétion d’œufs et leur traitement statistique
1. OPG moyens et effet « saison »
2. OPG moyens dans les deux systèmes en fonction des classes d’âge
3. Proportions de fortes excrétrices dans chaque système
(a) Analyse sur l’ensemble des résultats (décembre 2016 à mai 2018)
(b) Analyse sur la base de données corrigée
B. Résultats de l’identification larvaire et de la quantification par qPCR
1. Identification morphologique larvaire
2. Enseignements de la qPCR sur la présence des trois espèces majeures au Mourier
Sous-partie 2 : chez les agneaux A. Apport de la coprologie
1. Coprologies individuelles
(a) SGI
(b) Oocystes
2. Identification morphologique des larves de strongles digestifs et résultats de qPCR
(a) Identification morphologique
(b) Résultats de q PCR
3. Identification morphologique des coccidies
B. Résultats cliniques et thérapeutiques
CHAPITRE IV : RESULTATS CLINIQUES ET THERAPEUTIQUES CHEZ LES BREBIS
A. Note d’état corporel
1. Effet système
2. Effets âge et saison
B. Indice de diarrhée
C. Hématocrites
D. Traitements antiparasitaires
QUATRIEME PARTIE : DISCUSSION
A. Quels premiers constats relatifs aux strongyloses gastro-intestinales à l’issue de deux ans d’étude ?
1. Un niveau d’excrétion moyen en système cellulaire qui n’est pas inférieur au système tournant
2. Une helminthofaune différente entre les deux systèmes
3. Des résultats cliniques, zootechniques et thérapeutiques à l’enseignement variable
B. Quelques points d’intérêt dans la conception de notre pâturage cellulaire comparé à d’autres systèmes basés sur les mêmes principes
CONCLUSION
AGREMENT SCIENTIFIQUE
REFERENCES BIBLIOGRAPHIQUES

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