Soutenance mémoire
Structure des ARNt
Les ARNt sont généralement composés de l’enchaînement de 74 à 98 nucléotides. Chaque nucléotide est composé d’un sucre, le ribose, d’un groupement phosphate et d’une base azotée qui peut être soit une purine, adénine (A) ou guanine (G), soit une pyrimidine, cytosine (C) ou uracile (U) (figure 1). Les nucléotides sont reliés entre eux par une liaison phosphodiester impliquant l’oxygène en 3’ du ribose du nucléotide i et le phosphate en 5’ du nucléotide i+1. Ils sont conventionnellement numérotés du numéro 1 à l’extrémité 5’ au numéro 76 à l’extrémité 3’. Les trois éléments constitutifs des nucléotides sont représentés sur fond de couleur : le ribose en rose, la base azotée en vert (reliée au ribose par une liaison N-glycosidique) et le groupement phosphate en bleu. Les carbones du cycle du ribose sont numérotés de 1’ à 5’. La plupart des ARNt ont une structure secondaire caractéristique « en feuille de trèfle » (figure 2) formée de quatre régions de bases appariées, séparées par des boucles (boucle TψC, boucle variable, boucle de l’anticodon et boucle DHU). Ces molécules présentent une organisation tridimensionnelle en forme de L (figure 3), avec deux régions importantes à chaque extrémité, (i) la tige acceptrice se terminant par trois nucléotides (en rouge), C, C et A76, qui va accepter l’acide aminé et (ii) la boucle de l’anticodon (en jaune), spécifique de chaque type d’ARNt, qui s’appariera à l’ARN messager sur le ribosome.
Biosynthèse des ARNt
La biosynthèse des ARNt est un processus complexe qui nécessite l’intervention de plusieurs enzymes, variables d’un organisme à l’autre. Chez la levure Saccharomyces cerevisiae, Phizicky a estimé que plus de 60 protéines différentes interviennent dans la maturation des ARNt pour produire 3 à 6 millions d’ARNt par génération cellulaire (Phizicky, 2005). Après leur production par une ARN polymérase, les précurseurs d’ARNt vont subir plusieurs modifications biochimiques. Cette maturation se déroule en 5 étapes majeures :
1) digestion de leur extrémité 5’ par une endonucléase, la ribonucléase P (RNAse P), qui, de manière quasi-universelle, est un complexe ribonucléoprotéique où l’ARN porte l’activité catalytique (Evans et al., 2006 ; Guerrier-Takada et al., 1983 ; Torres-Larios et al., 2006).
2) digestion endonucléolytique ou exonucléolytique de l’extrémité 3’. La voie endonucléolytique est catalysée par la RNAse Z, présente dans la plupart, voire la totalité, des eucaryotes et des archées, et dans environ la moitié des bactéries dont le génome a été séquencé. La RNAse Z clive le précurseur de l’ARNt au niveau de la base 73, générant un ARN prêt pour l’addition du CCA par l’ARNt nucléotidyl-transférase (voir ci-dessous). La voie exonucléolytique commence par une coupure endonucléolytique par la RNAse E, en aval de l’extrémité 3’ de l’ARNt mature. Cette réaction est suivie par la digestion exonucléolytique des nucléotides restant en 3’, grâce à l’action de plusieurs exonucléases aux fonctions redondantes (RNAse PH, RNAse T, RNAse D et RNAse II chez E. coli) (Hartmann et al., 2009 ; Redko et al., 2007).
3) addition de la séquence CCA à l’extrémité 3’, dans les organismes où cette séquence n’est pas codée par les gènes des ARNt (les eucaryotes, la plupart des bactéries et certaines archées). Cette maturation est catalysée par l’ARNt nucléotidyl-transférase (Deutscher, 1982 ; Hecht et al., 1958 ; Xiong and Steitz, 2004).
4) épissage des introns présents dans certains gènes d’ARNt eucaryotes, archéens et, parfois, bactériens. Chez les bactéries, les introns s’auto-épissent. Chez les eucaryotes et les archées, l’épissage fait intervenir une endonucléase qui excise les introns et une ligase qui joint les exons (Abelson et al., 1998).
5) modification de nucléotides (une dizaine en moyenne par ARNt) (Rozenski et al., 1999). Ces modifications peuvent être des réactions chimiques simples comme des méthylations, des thiolations ou des désaminations. Ce sont aussi parfois des modifications complexes impliquant la participation de plusieurs enzymes. A ce jour, 119 nucléotides modifiés distincts ont été identifiés dans les ARNt (Czerwoniec et al., 2009). Une fois mature, l’ARNt va pouvoir être reconnu par une aminoacyl-ARNt synthétase, qui va greffer covalemment un acide aminé à son extrémité 3’-OH. Après avoir été aminoacylé, l’ARNt pourra alors délivrer son acide aminé sur le ribosome qui réalise la synthèse protéique à partir de l’information portée par un ARN messager.
La correction d’erreurs dans la traduction
La vie sous la forme complexe que l’on connaît aurait été impossible sans une grande fidélité dans la réplication de l’ADN (environ une erreur sur 1 milliard de paires de bases répliquées (Roy and Ibba, 2006)) et, donc, sans une grande précision dans la synthèse des protéines. En effet, l’information contenue dans l’ADN dicte la séquence des protéines et certaines de ces protéines maintiennent et dupliquent le matériel génétique. Notamment pour cette raison, la précision avec laquelle le message génétique est converti en protéines fonctionnelles est un aspect critique de la traduction. En effet, une erreur dans la synthèse de protéines peut induire des erreurs dans la réplication de l’ADN, par exemple si la protéine erronée est impliquée dans les mécanismes qui assurent la fidélité de la réplication de l’ADN. En conséquence, il va apparaître encore plus d’erreurs dans la synthèse protéique, d’où encore plus d’erreurs dans la synthèse de l’ADN. Un tel cycle catastrophique a été décrit par Orgel dès 1963, lorsqu’il étudiait la fidélité de l’ADN polymérase alpha (Orgel, 1963, 1973). Pour garantir à la synthèse protéique une fidélité suffisante, plusieurs mécanismes sont apparus au cours de l’évolution, permettant de corriger des erreurs à différentes étapes de la traduction. Le taux moyen d’erreurs d’incorporation d’acide aminé dans les protéines est de un sur 1000 à un sur 10000 dans des conditions normales de croissance (Bouadloun et al., 1983 ; Ibba and Söll, 1999 ; Loftfield and Vanderjagt, 1972). Cette valeur cumule les erreurs dans la transcription de l’ADN en ARNm (~10-4), dans la synthèse des aa-ARNt (~10-4) et dans la traduction de l’ARNm par le ribosome (~10-4) (Ibba and Söll, 1999 ; Ogle and Ramakrishnan, 2005 ; Roy and Ibba, 2006). Ce taux d’erreurs fait que la plupart des protéines produites sont pleinement fonctionnelles, d’autant plus que de nombreuses mutations ponctuelles n’altèrent pas la structure et la fonction de la protéine. Comme les taux d’erreurs à chacune des étapes mentionnées ci-dessus (et résumées dans la figure 4) sont similaires et additifs, une augmentation du nombre d’erreurs à n’importe laquelle de ces étapes diminuerait la fidélité de toute la synthèse protéique. Une telle augmentation sera généralement néfaste pour la cellule, même si certains organismes peuvent augmenter volontairement ce taux d’erreurs pour résister à des conditions extrêmes. C’est le cas par exemple de cellules de mammifères où, lors d’un stress oxydant intense, le taux de mésaminoacylation des ARNt par de la méthionine augmente d’un facteur 10 (Netzer et al., 2009). Il en résulte une sur-incorporation de méthionine dans les protéines qui permettrait à ces cellules de mieux résister au stress oxydant grâce au pouvoir anti-oxydant de cet acide aminé puisque qui peut inactiver un agent oxydant en étant oxydé en sulfoxyde de méthionine puis réduit ensuite par une réductase (Luo and Levine, 2009). Au niveau du ribosome, l’anticodon de chaque aa-ARNt est apparié avec le codon approprié de l’ARNm, positionnant l’acide aminé au niveau du centre peptidyl-transférase du ribosome (Green and Noller, 1997). Acceptant tous les ARNt et transférant les 20 acides aminés (et même certains acides aminés non naturels (Giegé, 2003)), le ribosome contrôle l’appariement codon-anticodon, mais ne vérifie pas la bonne aminoacylation de l’ARNt. La synthèse d’un ARNt incorrectement aminoacylé peut donc conduire à une erreur d’incorporation d’acide aminé, ce qui fait que l’étape d’aminoacylation des ARNt doit être très précise.
Aminoacylation par les aminoacyl-ARNt synthétases
L’aminoacylation des ARNt est catalysée par les aminoacyl-ARNt synthétases (aaRS). Généralement, un organisme donné comprend une aaRS pour chacun des 20 acides aminés canoniques. La synthèse des aminoacyl-ARNt (aa-ARNt) par ces enzymes se déroule en deux étapes. L’enzyme lie d’abord une molécule d’ATP et une molécule d’acide aminé pour catalyser la formation d’un aminoacyl-adénylate (aa-AMP), qui reste lié à l’enzyme, avec libération d’un pyrophosphate (PPi) (Equation 1). Puis, l’acide aminé activé est transféré sur le groupement 2’- ou 3’-hydroxyle du ribose de l’adénosine 3’-terminale de l’ARNt, pour générer un aa-ARNt en libérant l’AMP (Equation 2) (Freist, 1989 ; Ibba and Söll, 2000).
Equation 1 : Acide aminé + ATP → Aminoacyl-AMP + PPi
Equation 2 : Aminoacyl-AMP + ARNt → Aminoacyl-ARNt + AMP
Les aaRS sont divisées en deux classes, se distinguant par leur repliement et leur domaine de liaison à l’ATP (Cusack et al., 1991 ; Eriani et al., 1990) (voir tableau 1). Les synthétases de classe I sont presque toutes monomériques (α) ou dimériques (α2). Leur site actif adopte une structure de type repliement de Rossmann, caractérisé par une série de brins β parallèles reliés entre eux par des hélices α. Ces enzymes comportent des séquences peptidiques hautement conservées, HIGH (Ludmerer and Schimmel, 1987) et KMSKS (Hountondji et al., 1986), qui interviennent dans la liaison de l’ATP et dans la stabilisation de l’état de transition, lors de l’activation de l’acide aminé. Les synthétases de classe II sont monomériques (α), dimériques (α2) ou tétramériques (α4 ou α2β2). Leur site actif est construit autour d’un feuillet β antiparallèle. Elles possèdent trois motifs peptidiques plus ou moins conservés, appelés motifs 1, 2 et 3 (Cusack et al.,1990 ; Eriani et al., 1995 ; Eriani et al., 1990). Chaque classe est divisée en 3 sous-classes (a, b, c) en fonction des séquences primaires et de l’organisation structurale des aaRS qui les composent (Cusack, 1995 ; Landes et al., 1995 ; Moras, 1992 ; Ribas de Pouplana and Schimmel, 2001). Certains organismes ne possèdent pas le jeu complet des aaRS. C’est le cas, en particulier, d’un grand nombre de bactéries et de certaines archées, qui ne possèdent pas d’AsnRS et/ou de GlnRS et qui synthétisent l’Asn-ARNtAsn et le Gln-ARNtGln en deux étapes (pour revue, Blanquet et al., 2003). L’ARNtAsn (ou l’ARNtGln) est d’abord aminoacylé par une AspRS (ou une GluRS) avec formation d’Asp-ARNtAsn (ou de Glu-ARNtGln). Puis une amidotransférase catalyse une réaction de transamidation à partir d’un donneur de groupement amide qui peut être la L-asparagine ou la L-glutamine. Cette réaction convertit l’acide aspartique (ou glutamique) lié à l’ARNtAsn (ou l’ARNtGln) en asparagine (ou glutamine). On retrouve un tel mécanisme d’aminoacylation indirecte chez certaines archées pour la formation du Cys-ARNtCys. Dans ce cas, il existe une phosphoséryl-ARNt synthétase (SepRS) qui produit du phosphoséryl-ARNtCys avant que la phosphosérine liée à l’ARNtCys ne soit convertie en cystéine par une enzyme appelée SepCysS (Sauerwald et al., 2005). Une voie d’aminoacylation indirecte est aussi présente dans les organismes (des trois règnes du vivant) utilisant la sélénocystéine. L’ARNtSec est d’abord aminoacylé par la SerRS avec une sérine. Puis cette sérine liée à l’ARNtSec est transformée en sélénocystéine par une enzyme qui utilise le sélénophosphate comme donneur de sélénium. On peut noter que les aminoacyl-ARNt issus de la première étape de ces mécanismes sont peu reconnus par les facteurs d’élongation, ce qui empêche qu’ils soient conduits au ribosome avant d’être correctement aminoacylés.
L’édition par les aminoacyl-ARNt synthétases
Conformément aux prédictions de Pauling, il a été démontré expérimentalement que l’IleRS pouvait fixer la valine et catalyser la formation de Val-AMP (Baldwin and Berg, 1966). Dans les années 1970, il a également été proposé qu’après l’activation de l’acide aminé par une synthétase, un mécanisme de correction pouvait intervenir, appelé relecture (proofreading en anglais) ou édition (Hopfield, 1974 ; Ninio, 1975). Ce mécanisme est basé sur l’existence d’une étape irréversible dans l’aminoacylation de l’ARNt : l’hydrolyse de l’ATP lors de l’activation de l’acide aminé suivie, in vivo, par l’hydrolyse du pyrophosphate par la pyrophosphatase. Cette étape irréversible permet une deuxième sélection, laquelle s’effectuerait par hydrolyse enzymatique soit de l’aminoacyl-adénylate, soit de l’aminoacyl-ARNt, l’acide aminé incorrect étant préférentiellement éliminé. Ce mécanisme explique pourquoi la formation de ValAMP par l’IleRS ne conduit que rarement à la formation de Val-ARNtIle. L’édition est un mécanisme qui consomme de l’énergie puisque, si on est en présence d’un acide aminé incorrect, l’hydrolyse de la molécule d’ATP ayant servi à la formation de l’aminoacyl-adénylate ne sera généralement pas suivie par la synthèse d’une molécule d’aminoacyl-ARNt. C’est d’ailleurs cette hydrolyse d’ATP en présence d’un acide aminé incorrect qui a permis de repérer expérimentalement l’existence de ces réactions d’édition. La résolution des structures de nombreuses aaRS, parfois en présence d’analogues de substrats, a permis de préciser les bases moléculaires qui permettent aux aaRS de catalyser ces réactions d’édition. Comme on va le voir cidessous, elles ont souvent lieu au niveau d’un site catalytique porté par un domaine de la protéine distinct du domaine où s’effectuent l’activation de l’acide aminé et le transfert de celui-ci sur l’ARNt. Dans certains cas, il existe aussi des protéines isolées qui possèdent une activité d’édition. Il est d’ailleurs vraisemblable que les domaines d’édition des aaRS aient été acquis par celles-ci au cours de l’évolution, leur permettant de corriger elles-mêmes leurs erreurs juste après qu’elles se soient produites, plutôt que de faire appel à une enzyme de correction agissant en trans, en prenant le risque que des ARNt mésaminoacylés soient pris en charge par le facteur d’élongation, EF-Tu ou a/eEF1a, et amenés au ribosome avant d’avoir été hydrolysés par cette enzyme de correction. Il existe plusieurs mécanismes d’édition. D’une façon générale, lorsque c’est l’aminoacyl-adénylate incorrect qui est éliminé, on parle d’édition « prétransfert » tandis qu’on appelle édition « post-transfert » l’hydrolyse d’un aminoacylARNt incorrect. Dans l’édition pré-transfert, comme on peut le voir sur la figure 7, les aminoacyl-adénlylates incorrects peuvent être expulsés avant l’arrivée de l’ARNt (voie 1 sur la figure 7), ou hydrolysés en absence (voies 2 et 3) ou en présence de l’ARNt (voie 4). L’édition post-transfert des aa-ARNt peut avoir lieu en cis (voie 5), sur la synthétase comme dans le cas de l’IleRS, ou en trans (voie 6). Elle est alors catalysée par une protéine distincte de la synthétase.
L’activité d’édition des synthétases de classe I
L’activité d’édition pré-transfert de la GlnRS a lieu dans le site actif de la synthétase (Gruic-Sovulj et al., 2005). Les autres enzymes de classe I possédant une activité d’édition, LeuRS, IleRS, ValRS et MetRS, appartiennent toutes à la sous-classe Ia. Les LeuRS, IleRS et ValRS possèdent un domaine appelé CP1 (connecting peptide 1), qui est impliqué dans leur activité d’édition. En effet, des mutations dans cette région peuvent supprimer l’activité d’édition de ces synthétases (Schmidt and Schimmel, 1994, 1995). De plus, les domaines CP1 de plusieurs LeuRS, ValRS et IleRS ont été produits sous forme isolée, indépendamment du reste de l’enzyme. Ils sont alors toujours capables d’hydrolyser les ARNt spécifiques mésaminoacylés. Par contre, ils n’hydrolysent pas leurs ARNt correctement aminoacylés. Ainsi, le domaine CP1 de la LeuRS d’Aquifex aeolicus hydrolyse l’Ile-ARNtLeu mais pas le Leu-ARNtLeu (Zhao et al., 2005), le domaine CP1 de la ValRS de Bacillus stearothermophilus hydrolyse le Thr-ARNtVal, mais pas le Val-ARNtVal et le domaine CP1 de l’IleRS d’E. coli hydrolyse le Val-ARNtIle mais pas l’Ile-ARNtIle (Lin and Schimmel, 1996). Seul le domaine CP1 de la LeuRS d’E. coli n’est pas capable d’hydrolyser l’IleARNtLeu (Chen et al., 2000), mais il devient actif si on lui adjoint les deux brins β (voir figure 9) qui le relient au domaine catalytique de l’enzyme (Betha et al., 2007). Par ailleurs, l’inactivation par mutagenèse du site d’édition (Schmidt and Schimmel, 1995), ainsi que des expériences de délétion de ce domaine, montrent qu’il n’est pas indispensable à l’activation de l’acide aminé ni à son transfert sur l’ARNt. Cela souligne l’indépendance des deux activités de ces synthétases et suggère que ces enzymes ont pu n’acquérir cette fonction d’édition que tardivement dans l’évolution. La CysRS et la MetRS possèdent, elles aussi, un domaine CP1 mais celuici est plus petit que celui des LeuRS, ValRS et IleRS, et il ne fait pas d’édition. La CysRS ne possède aucune activité d’édition connue et, pour la MetRS, l’édition se fait au niveau du site actif (Fersht and Dingwall, 1979b ; Jakubowski, 1991 ; Jakubowski and Fersht, 1981). Elle concerne essentiellement la discrimination de l’homocystéine, un acide aminé faisant partie des voies de biosynthèse et de dégradation de la méthionine. L’édition conduit à la formation d’homocystéinylthiolactone qui est expulsée du site actif (voir figure 8).
|
Table des matières
Résumé
Abstract
Remerciements
Sommaire
Liste des figures et tableaux
Liste des abréviations
Introduction
1. Rôle des ARNt dans la synthèse protéique
1.1 Les ARNt
1.1.1 Structure des ARNt
1.1.2 Biosynthèse des ARNt
1.1.3 Biosynthèse des protéines
1.2 La correction d’erreurs dans la traduction
2. Discrimination des acides aminés par les aminoacyl-ARNt synthétases
2.1 Spécificité des aminoacyl-ARNt synthétases
2.1.1 Aminoacylation par les aminoacyl-ARNt synthétases
2.1.2 Spécificité des aminoacyl-ARNt synthétases
2.1.3 L’édition par les aminoacyl-ARNt synthétases
2.2 L’édition par les aminoacyl-ARNt synthétases de classe I
2.2.1 L’activité d’édition des synthétases de classe I
2.2.2 Structure des domaines CP1
2.3 L’édition par les aminoacyl-ARNt synthétases de classe II
2.3.1 L’édition pour les ARNtPro
2.3.1.1 L’édition dans les ProRS
2.3.1.2 Edition en trans
2.3.1.3 ProX
2.3.1.4 YbaK
2.3.1.5 Différentes stratégies d’édition pour les ARNtPro
2.3.2 L’édition pour les ARNtThr
2.3.2.1 L’édition des ThrRS bactériennes et eucaryotes
2.3.2.2 L’édition par les ThrRS chez les archées 7
2.3.2.3 Une édition catalysée en trans chez quelques archées
2.3.3 L’édition des ARNtAla mésaminoacylés
2.3.3.1 L’édition catalysée par les AlaRS
2.3.3.2 Trans-édition des ARNtAla mésaminoacylés
2.3.3.3 Structure des sites d’édition des AlaRS et de la protéine AlaX
2.3.4 L’édition pour les ARNtPhe
2.3.4.1 L’activité d’édition des PheRS
2.3.4.2 Le domaine d’édition des PheRS bactériennes
2.3.4.3 Le domaine d’édition des PheRS archéennes et eucaryotes
3. Les D-aminoacyl-ARNt désacylases
3.1 Le problème des acides aminés D
3.2 D-aminoacyl-ARNt désacylases bactériennes (DTD1)
3.3 D-aminoacyl-ARNt désacylases archéennes (DTD2)
3.4 D-aminoacyl-ARNt désacylases chez les cyanobactéries (DTD3)
4. Le drop-off 91
4.1 Edition ribosomale et drop-off
4.2 Terminaison précoce de la traduction impliquant les facteurs de terminaison
4.3 Contrôle du démarrage de la traduction
4.4 Trans-traduction et drop-off
5. Les peptidyl-ARNt hydrolases
5.1 La peptidyl-ARNt hydrolase bactérienne
5.1.1 Spécificité de la PTH bactérienne (PTH1)
5.1.2 Structure et mécanisme des PTH bactériennes
5.2 La peptidyl-ARNt hydrolase archéenne
5.2.1 Spécificité du substrat de PTH2
5.2.2 Structure et mécanisme des PTH archéennes
5.3 Les peptidyl-ARNt hydrolases chez les eucaryotes
5.3.1 Localisation intracellulaire des PTH1 et PTH2 eucaryotes
5.3.2 Autres fonctions des homologues de PTH1 et PTH2 chez les eucaryotes
5.4 Autres protéines agissant sur les peptidyl-ARNt
Objectifs de la thèse
Résultats
Chapitre 1 : Structure de la PTH d’E. coli en solution
1.1 Préparation de la protéine pour la RMN
1.1.1 Production et purification de la PTH H20A
1.1.2 Choix des conditions pour la RMN
1.2 Attribution des fréquences de résonance
1.2.1 Analyse du spectre HSQC de la PTH H20A
1.2.2 Les systèmes de spins
1.2.3 Détermination de l’enchaînement des systèmes de spins
1.2.4 Identifications d’acides aminés spécifiques
1.2.5 Attribution des séquences grâce aux acides aminés spécifiques
1.2.6 Amélioration de l’attribution
1.2.7 Bilan de l’attribution
1.3 Etude structurale de la PTH en solution
1.3.1 Structure secondaire de la PTH
1.3.2 Structure topologique de la PTH
Chapitre 2 : Caractérisation de l’interaction entre la PTH et un analogue de son substrat, la diacétyl-Lys-(3’NH)-adénosine
2.1 Présentation du ligand étudié
2.2 Affinité de la diacétyl-Lys-(3’NH)-adénosine pour la PTH
2.3 Principe de la détermination des interactions protéine-ligand par RMN
2.4 Empreinte de la diacétyl-Lys-(3’NH)-adénosine sur la PTH
2.5 Positionnement de la diacétyl-Lys-(3’NH)-adénosine sur la PTH
2.5.1 Construction des modèles
2.5.2 Interaction avec F66
2.5.3 Interaction avec N10, le résidu à la base de la discrimination entre aminoacyl-ARNt et peptidyl-ARNt
2.5.4 Interaction avec N68
2.5.5 Interaction avec N114
2.5.6 Interaction avec Tyr15
2.5.7 Autres interactions
2.5.8 Comparaison avec le modèle cristallographique
2.6 Conclusions
Chapitre 3 : Interaction entre la protéine et l’ARN
3.1 Interaction de la PTH avec l’ARNtHis
3.2 Etude de mini-substrats
3.2.1 Synthèse des mini-substrats
3.2.2 Etude catalytique des mini-substrats
3.2.3 Recherche d’un ligand pour l’étude RMN
3.3 DuplexHis
3.3.1 Synthèse et aminoacylation du duplexHis
3.3.2 Etude catalytique de l’interaction du duplexHis avec la PTH
3.4 Empreinte du duplexHis sur la protéine
3.4.1 Enregistrement des données
3.4.2 Analyse des spectres
3.4.3 Résultats obtenus à un ratio ARN/protéine de 0,4
3.5 Analyse des régions affectées par la fixation du duplexHis
3.5.1 Le site actif
3.5.2 La boucle-hélice au dessus du site actif
3.5.3 La région de la « pince » électrostatique formée par les résidus 105 et 133
3.5.4 L’hélice C-terminale
3.6 Mutagenèse
3.7 Conclusion
Chapitre 4 : Modélisation de l’interaction entre la PTH et son substrat
4.1 Modélisation de l’interaction entre la PTH et le duplexHis
4.1.1 Paramètres de la modélisation
4.1.2 Modélisation sans orientation préalable
4.1.3 Modélisation avec orientation préalable du duplex
4.2 Modélisation de l’interaction entre la PTH et un de ses substrats (duplexHis aminoacylé et acétylé)
4.2.1 Construction du modèle
4.2.2 Analyse des modèles obtenus
4.3 Interaction de la PTH avec un ARNt complet
Conclusion
Annexe 1 : Séquence de la PTH H20A étiquetée
Annexe 2 : Liste des expériences de RMN réalisées sur la PTH
Matériels et Méthodes
Bibliographie
Télécharger le rapport complet
