La fixation biologique de l’azote

La fixation biologique de l’azote

L’azote est, après l’eau, le principal facteur limitant de la croissance des végétaux malgré les ressources pratiquement inépuisables de notre planète grâce au réservoir atmosphérique (N 2 ).
En effet, l’azote n’est utilisable par les végétaux que sous une forme minérale (NH4 + et NO 3 -) (Figure 3), qui ne peut être obtenue que par deux voies : la voie de fixation biologique et la voie industrielle de synthèse des engrais azotés.

La symbiose rhizobium-légumineuse

Les rhizobia

Généralités

Le terme rhizobium (ou rhizobia au pluriel) est un terme générique qui désigne les bactéries capables d’établir une symbiose fixatrice d’azote avec les légumineuses (Moulin et al., 2001; Sawada et al., 2003). Les rhizobia sont distribués parmi les sous classes alpha et béta des Protéobactéries (Gyaneshwar et al., 2011). Ces endosymbiontes non-obligatoires vivent dans le sol jusqu’à ce qu’une légumineuse compatible pousse à proximité. S’engage alors un dialogue moléculaire entre les deux partenaires qui aboutit à la formation de structure racinaires, les nodosités (ou nodules) (Figure 4). A l’intérieur des nodosités, se passe la différenciation des rhizobia en bactéroïdes, forme sous laquelle ils fixent l’azote atmosphérique et le confère la plante en échange de substrats carbonés et une niche écologique. Les rhizobia présentent avec les légumineuses une importance écologique majeure, avec les légumineuses en contribuant à environ 25% du cycle global de l’azote (Masson-Boivin et al., 2009). Ils peuvent également exister comme des cellules viables dans l’eau capables d’infecter et de noduler des légumineuses aquatiques telles que Aeschynomene spp. et Sesbania spp. (Chaintreuil et al., 2001). Les rhizobia peuvent aussi être endophytes de plusieurs non-légumineuses telles que le maïs, le riz et le blé (Engelhard et al., 2000; Balandreau et al., 2001).

Le genre Mesorhizobium

Le genre Mesorhizobium se distingue des autres genres de rhizobium par une flagellation polaire ou sub-polaire. Il comprend des souches à croissance intermédiaire entre celles à croissance rapide (genres Rhizobium et Ensifer) et celles à croissance lente (genre Bradyrhizobium).Actuellement, le genre Mesorhizobiumcompte 30 espèces 5 (voir tableau 1).
À l’exception de M. thiogangeticum (Ghosh et al., 2006), toutes les espèces de Mesorhizobiumsont capables de s’associer en symbiose avec des légumineuses et jouent unrôle clé dans le cycle de l’azote. Elles peuvent également s’associer en symbiose avec la nonlégumineuse Parasponia andersonii (Op den Camp et al., 2012) ou être endophytes de plantes légumineuses (Wei et al., 2007). Les espèces de Mesorhizobium présentent une large distribution géographique et peuvent s’associer avec diverses légumineuses des zones tempérées, tropicales, sub-tropicales et arctiques. Elles sont de ce fait très adaptées à certaines conditions environnementales notamment la salinité, le pH, la température, les intrants chimiques et les métaux lourds (Vidal et al., 2009b; Laranjo & Oliveira, 2011).

Cette grande adaptabilité aux facteurs du milieu fait du genre Mesorhizobiumun sujet d’étude d’un grand intérêt tant aux niveaux écologique et biologique qu’économique. En effet, l’inoculation de ces souches sur des sols dégradés pourrait permettre de renforcer les capacités adaptatives de leurs légumineuses hôtes dont la plupart présentent des intérêts économiques, agricoles et écologiques majeurs. C’est le cas des espèces comme Senegalia senegal (L.) Britton & P. Wilson [Syn. Acacia senegal(L.) Willd.] etVachelia seyal[Syn. A. seyalDel.] qui jouent un rôle important dans les processus de reboisement et de remise en état des sols dégradés au Sénégal. Ces deux espèces sont principalement nodulées par des souches de Mesorhizobium (de Lajudie et al., 1998; Diouf et al., 2007; Fall et al., 2008; Bakhoum et al., 2012).

Vachellia seyal (Delile) P.J.H. Hurter (syn. Acacia seyal Delile).

Acacia seyal Del. appartient au règne des Plantea, à l’embranchement des Angiospermes, à l’ordre des Fabales, à la famile des Leguminoseae, à la sous famille des Mimosoïdeae, au genre Acaciaet à l’espèce Acacia seyal. C’est une espèce fourragère, productrice de gomme arabique (gomme friable) et hautement fixatrice d’azote (Ndoye et al., 1995). Elle est capable d’établir une association avec des bactéries fixatrices d’azote et des champignons mycorhiziens arbusculaires pour former des symbioses qui jouent un rôle très important dans la nutrition hydrominérale de la plante et la résistance à certains stress environnementaux.
Cette espèce comprend deux variétés distinctes : Acacia seyalvar. fistula et Acacia seyalvar. seyal. Un des traits caractéristiques de la variété seyalest la couleur rouille de son écorce à la différence de la variété fistula qui présente une écorce blanchâtre.

Caractéristiques botaniques

A. seyalest un arbre de 3 à 10 m de hauteur avec des branches peu ramifiées, horizontales et ascendantes (Figure 5). L’arbre porte de grandes épines droites localisées sur les branches et de petites épines recourbées situées à l’extrémité des branches. Les jeunes rameaux à poils clairsemés ou glabres présentent de nombreuses glandes sessiles rougeâtres. Les feuilles bipennées de couleur verte foncée présentent 3 à 7 paires de pennes ayant 11 à 20 paires de foliolules. Elles présentent souvent une glande sur le pétiole et entre la première paire de pennes. Ses fleurs globuleuses jaune brillant de 10 à 13 mm de diamètre sont très fréquentées par les abeilles, ce qui en fait une plante mellifère. Ses gousses de 7 à 20 cm de long et 0,5 à 0,9 cm de diamètre sont déhiscentes, falciformes, rétrécies entre les graines. Elles contiennent 6 à 9 graines brun clair à maturité, elliptiques, comprimées, de 7 à 9 mm de long et 4,5 à 5mm de large.

Biogéographie et Ecologie

A. seyalest une espèce caractéristique des régions semi-arides. Elle est originaire de la zone sahélienne du Sénégal au Soudan. On la retrouve également en Egypte, en Afrique orientale et australe, de la Somalie auMozambique et en Namibie (NAS, 1980). Elle présente une affinité pour les sols argileux situés le long des rivières. Cependant, elle peut se retrouver sur des sols rocheux, alluviaux et dans des dépressions peu profondes ou à la base de collines. Au Sénégal, A. seyalpousse naturellement sur des sols salés et non salés particulièrement dans le Bassin arachidier dans la région naturelle du Sine Saloum. Son optimum écologique se situe sur les sols alluviaux à texture moyenne à fine entre les isohyètes de 500 à 700 mm (Mallet et al., 2002). Elle prospère également dans les prairies boisées et surtout sur les sols noirs argileux ou argilo-siliceux, saisonnièrement inondés. Cette espèce tolère un pH compris entre 6 et 8, la salinité et les inondations périodiques.

Caractéristiques botaniques

A. senegal est un arbre épineux (ou arbuste) de 2 à 6 m de hauteur, au port flabelliforme (Figure 6). L’espèce présente des branches ascendantes très ramifiées et des rameaux supérieurs divergents. Son écorce grise ou brune, peut ȇtre lisse ou rugueuse et peut se desquamer. Elle porte à l’insertion des feuilles, des épines disposées par trois griffes acérées dont deux sont latérales courbées vers le haut et une médiane courbée vers le bas. Les feuilles sont petites, vertes grises, bipennées alternes avec 2 à 6 paires de pennes ayant 7 à 26 paires de foliolules ovales de 3 à 6 mm de long et 1 à 2 mm de large (Figure 7). Les inflorescences pédonculées très odorantes, sont des épis de 3 à 8 cm, insérées par 2 ou 3, ou isolées à l’aisselle des feuilles. Les fleurs blanchâtres ou crémeuses apparaissent en saison des pluies et sont groupées en épis jaunâtres longs de 2 à 10 cm (Figure 7). Les fruits sont des gousses de 7 à 10 cm delong, de 2 cm de large, aplaties, finement pubescentes et grisâtres. La plupart dutemps, elles se rétrécissent en pointes aux deux bouts et sont déhiscentes. Elles contiennent 3 à 6 graines aplaties, rondes de couleur brun clair (Figure 7).

Spécificité de la symbiose fixatrice d’azote rhizobium-légumineuse

De façon générale, la faisabilité d’une interaction symbiotique repose sur la combinaison des gènes permettant la synthèse des molécules signales (flavonoïdes et facteurs Nod) aussi bien chez les plantes que chez les rhizobia (Ferguson et al., 2010). La reconnaissance rhizobiumlégumineuse comprend deux niveaux de spécificité. Le premier niveau est la reconnaissance des flavonoïdes de la plante par des récepteurs de surface de la paroi des rhizobiums. Selon la signature de ces flavonoïdes, l’expression des gènes nod sera ou non induite (Perret et al., 2000). Le second niveau est la reconnaissance par la plante des facteurs Nod émis par le rhizobium, souvent illustré par le modèle serrure-clé (Relić et al., 1994). Ainsi, en fonction de ces facteurs, la bactérie pourra noduler un nombre restreint ou non d’espèces et de genres de légumineuses.

La spécificité d’hôte est l’une des caractéristiques majeures de la symbiose rhizobiumlégumineuse (Young & Johnston, 1989). Chaque espèce (plante ou bactérie) possède un spectre d’hôte bien défini dont l’amplitude est variable. Certaines souches bactériennes présentent des associations spécifiques, c’est le cas des souches Azorhizobium caulinodans, Rhizobium leguminosarumbiovar trifoliiet Rhizobium galegaequi ne nodulent qu’une seule espèce respectivement Sesbania rostrata(Boivin et al., 1997), Trifolium spp.(Hirsch et al., 2001) et Galega sp. (Lindstrom, 1989). D’autres sont modérément spécifiques comme Sinorhizobium meliloti qui s’associe avec les espèces des genres Medicago, Melilotus et Trigonella(Krishnan & Pueppke, 1991). Enfin, certains rhizobia présentent un large spectre d’hôte et sont capables de noduler un très grand nombre de légumineuses. C’est le cas des souches Sinorhizobium fredii NGR234 et Sinorhizobium frediiUSDA257 qui peuvent noduler respectivement près de 120 et plus de 77 genres de légumineuses (Pueppke & Broughton, 1999; Saldaña et al., 2003). Les espèces du genre Mesorhizobiumprésentent un spectre d’hôte plus ou moins restreint. Par exemple, l’espèce M. plurifarium est capable de noduler des espèces et genres de légumineuses notamment Acacia, Leucaena, Prosopis, Chamaecristaet Lotus originaires d’Afrique (Sénégal, Kenya, Soudan), d’Amérique (Mexique, Brésil) et d’Europe (Iles Canaries) (de Lajudie et al., 1998, Sarr et al., 2005 ; Wang et al., 2003 ; Bakhoum et al., 2012 ; Fall et al., 2008 ; Ba et al., 2002 ; Diouf et al., 2007 ; Lorite et al., 2010 ; Hoque et al., 2011 ; Odee et al., 2002).

Du côté des plantes, certaines légumineuses dites à large spectre d’hôte s’associent à plusieurs espèces de rhizobia, comme Macroptilium atropurpureum (Siratro), Vigna unguiculata, Phaseolus vulgaris, Glycine max, ou les espèces d’Acaciaet Sesbania(Lewin et al., 1987; de
Lajudie et al., 1994; Nick et al., 1999b). Des études ont montré que les espèces d’Acacia s’associent généralement avec quatres principaux genres de rhizobia : Rhizobium, Mesorhizobium, Sinorhizobium et Bradyrhizobium (Dreyfus & Dommergues, 1981; de Lajudie et al., 1998; Khbaya et al., 1998; Nick et al., 1999b; Ba et al., 2002; Sarr et al., 2005; Romdhane et al., 2006).

Effet des stress environnementaux sur la symbiose fixation d’azote : cas du stress salin

La fixation biologique de l’azote contribue au développement d’une agriculture écologique et durable, en limitant l’utilisation d’intrants chimiques azotés et en améliorant la productivité des cultures. Actuellement, l’un des problèmes majeurs de l’agriculture est l’effet de stress environnementaux, qui engendrent des réductions et pertes économiques très importantes (Ashraf et al., 2008). La salinité, l’acidité, la sécheresse, la température, les métaux lourds, les carences en certains éléments minéraux (azote, phosphore …), la limitation en nutriments ou le manque d’oxygène sont autant de facteurs qui peuvent affectés la symbiose rhizobienne depuis la survie des souches dans le sol jusqu’aux processus d’infection, de nodulation et de fixation d’azote.

Généralités sur la salinité

La salinité peut être définie comme une surcharge en sels minéraux solubles de la solution du sol. Ces sels sont représentés en grande partie par la combinaison de trois cations (Ca 2+ , Mg 2+ et Na + ) et trois anions (Cl -, SO 4 2- et HCO 3 -) (Hu et al., 2001; Geetanjali & Neera, 2008). Le chlorure de sodium (NaCl) est généralement le plus fréquent et représente plus de 90 % des sels (Duley 1994). Un sol est considéré comme étant salin lorsqu’il contient assez de sels solubles pour nuire à la croissance et au développement des plantes. Brady (2002) rapporte qu’un sol devient salin lorsque son électroconductivité (EC) à 25°C dépasse 4 dS.m -1.
Cependant, l’effet du sel est variable suivant le genre, l’espèce et la variété des plantes et microorganismes du sol et suivant la capacité d’adaptation de ceux-ci.

Les effets du stress salin : stress osmotique et toxicité ionique

Le stress salin est majoritairement provoqué par le chlorure de sodium NaCl (Allaoui, 2006), qui induit un double effet néfaste : une toxicité ionique et un stress osmotique. En effet, les fortes teneurs en ions sodium (Na + ) dans la cellule végétale ou bactérienne entraînent une toxicité cytoplasmique et perturbe l’homéostasie ionique cellulaire (Parvaiz and Satyawati 2008). Généralement, le Na + entre en compétition avec le K + et altère les différents processus dans lesquels le potassium est impliqué notamment le fonctionnement de plusieurs enzymes (co-facteur), la synthèse de certaines protéines, la stimulation de la photosynthèse et la fixation des ARNt aux ribosomes. Il en résulte d’une part des disfonctionnements métaboliques (conformation de plusieurs protéines affectée) et des déficiences nutritionnelles (limitation de l’absorption et de l’accumulation d’éléments minéraux tels que K + , Ca 2+ , et 30 Mn 2+ ). D’autre part, les fortes teneurs en sels dans le sol entrainent une baisse du potentiel hydrique, d’où une indisponibilité de l’eau pour les plantes et les micro-organismes. Ce stress hydrique associé à l’effet néfaste des ions Na+et Cl -affecte la photosynthèse chez les plantes entrainant une réduction de leur croissance et des rendements (Munns, 2002; Ashraf et al.,2008; Zheng et al., 2009).

Table des matières

INTRODUCTION GENERALE 
CHAPITRE 1 : SYNTHESE BIBLIOGRAPHIQUE 
1.1. La fixation biologique de l’azote
1.2. La symbiose rhizobium-légumineuse
1.2.1. Les rhizobia
1.2.1.1. Généralités
1.2.1.2. Le genre Mesorhizobium
1.2.2. Les Légumineuses
1.2.2.1. Généralités
1.2.2.2. Les acacias
1.2.2.2.1. Vachellia seyal (Delile) P.J.H. Hurter (syn. Acacia seyal Delile).
1.2.2.2.2. Senegalia senegal (L.) Britton & P. Wilson [Syn. Acacia senegal (L.) Willd]
1.2.2.3. Diversité des rhizobia associés à A. seyalet A. senegal
1.2.3. Les propriétés symbiotiques des rhizobia
1.2.3.1. Le dialogue moléculaire rhizobium-légumineuse
1.2.3.2. Les gènes de nodulation
1.2.3.2.1. Les gènes nodcommuns
1.2.3.2.2. Les gènes nodspécifiques
1.2.3.3. La fixation d’azote
1.2.3.4. Spécificité de la symbiose fixatrice d’azote rhizobium-légumineuse
1.3. Effet des stress environnementaux sur la symbiose fixation d’azote: cas du stress salin
1.3.1. Généralités sur la salinité
1.3.2. Les effets du stress salin : stress osmotique et toxicité ionique
1.3.3. Impact du stress salin sur la symbiose rhizobium-légumineuse
1.3.3.1. Impact du stress sur la croissance et le développement des légumineuses
1.3.3.2. Impact du stress salin sur les rhizobia et les processus symbiotiques
1.3.4. Réponses adaptatives de la symbiose rhizobium-légumineuse au stress salin
1.3.5. Adaptation des rhizobia au stress salin
1.3.5.1. Le tréhalose
1.3.5.2. La glycine bétaine
1.3.5.3. Le glutamate
1.4. Génomique des rhizobia
1.4.1. Particularité du génome des rhizobia
1.4.2. Les régions symbiotiques
1.5. Techniques utilisées en taxonomie bactérienne
1.5.1. La taxonomie des rhizobia
1.5.2. Détermination du taux d’hybridation ADN/ADN (HDD)
1.5.3. Séquençage de l’ADN ribosomal 16S
1.5.4. L’analyse de séquence multilocus ou MLSA (Multi Locus Sequence Analysis)
1.5.5. L’identité nucléotidique moyenne ou Average Nucleotide Identity (ANI)
1.6. Quelques techniques de séquençage et leurs applications
1.6.1. La méthode Sanger
1.6.2. La technologie Illumina
1.6.3. Les applications du séquençage à haut débit
1.6.4. L’approche transcriptomique par séquençage des ARN, ou RNAseq
CHAPITRE 2 : MATERIEL ET METHODES 
2.1. Culture des rhizobia
2.2. Test de tolérance au NaCl
2.3. Test d’inoculation croisée
2.4. Etude de la diversité génétique des Mesorhizobium d’A. seyal et d’A. senegal
2.4.1. Extraction d’ADN
2.4.2. Amplification par PCR et séquençage de différents marqueurs taxonomiques
2.4.3. L’analyse phylogénétique
2.5. Etude de la diversité génomique des souches de Mesorhizobium d’A. seyal et d’A. senegal
2.5.1. Diversité intraspécifique par empreinte génomique Rep-PCR (Repetitive extragenic palindromic PCR)
2.5.2. Le séquençage de génomes de Mesorhizobium d’A. seyal et d’A. senegal
2.5.3. Taux moyens d’identités nucléotidiques entre génomes (Average Nucleotide Identity – ANI)
2.6. Etude comparative des génomes de Mesorhizobium d’A. seyal et d’A. senegal
2.7. Etude transcriptomique de la réponse au stress salin des souches de Mesorhizobium d’acacia
2.7.1. Cinétique de croissance des souches en condition de stress salin
2.7.2. Production des ARNs
2.7.3. Extraction des ARN
2.7.4. Séquençage des ARN et analyse des données RNAseq
2.7.5. Validation par qPCR des données RNAseq
CHAPITRE 3 : ETUDE DE LA DIVERSITE GENETIQUE, DU PHENOTYPE DE TOLERANCE AU SEL ET DES CARACTERISTIQUES SYMBIOTIQUES DES SOUCHES DE MESORHIZOBIUM NODULANT ACACIA SEYAL DEL. ET ACAIA SENEGAL (L.) WILLD
3.1. Introduction
3.2. Sous chapitre 1: Genetic and genomic diversity studies of Acaciasymbionts in Senegal reveal new species of Mesorhizobiumwith a putative geographical pattern. (Article 1 publié dans PLoS One)
3.2.1. Abstract
3.2.2. Introduction
3.2.3. Material & Methods
3.2.3.1. Bacterial culture & maintenance
3.2.3.2. Phenotypic tests
3.2.3.3. Molecular methods
3.2.3.3.1. DNA extraction, PCR and sequencing
3.2.3.3.2. Draft genome sequencing and assembly
3.2.3.3.3. Rep PCR amplification
3.2.3.4. Phylogenetic analyses
3.2.3.5. Average nucleotide identities of whole genomes
3.2.3.6. Statistical analysis
3.2.3.7. Accession numbers
3.2.4. Results
3.2.4.1. Multi-Locus Sequence Analysis of the Mesorhizobiumcollection isolated from two Acaciaspecies from saltcontrasted soils
3.2.4.2. Genomic diversity of bacteria assessed by Rep-PCR fingerprints
3.2.4.3. Genome sequencing of representative strains & Average Nucleotide identities
3.2.4.4. Tolerance to salinity of the collection
3.2.4.5. Correspondence Analyses between salt responses, genetic typing and the origin of strains
3.2.5. Discussion
3.2.6. Acknowledgements
3.2.7. References
3.2.8. Supplementary Figures & Tables
3.3. Sous-chapitre 2 : Caractéristiques symbiotiques des souches de Mesorhizobium d’A. seyal et d’A. senegal
3.3.1. Introduction
3.3.2. Matériel et Méthodes
3.3.3. Résultats
3.3.4. Discussion
3.4. Synthèse des résultats
CHAPITRE 4 : GENOMIQUE COMPARATIVE DES SOUCHES DE MESORHIZOBIUM D’A. SEYAL DEL. ET D’A. SENEGAL (L.) WILLD
4.1. Comparative genomics of acacia mesorhizobia from Senegal (Article 2, en préparation pour BMC Genomics)
4.1.1. Abstract
4.1.2. Background
4.1.3. Material & Methods
4.1.3.1. Choice of strains
4.1.3.2. Genome sequencing methodology, assembly and annotation
4.1.3.3. Comparative genomics analyses
4.1.4. Results & Discussion
4.1.4.1. General features
4.1.4.2. Core and pangenome in the Mesorhizobiumgenus
4.1.4.3. Orthologous and specific genes across 12 Mesorhizobiumgenomes
4.1.4.4. Comparative genomics between strains using Blast Atlas
4.1.4.5. Comparaison of symbiotic regions
4.1.4.5.1. Nitrogen fixation genes
4.1.4.5.2. Nodulation genes
4.1.4.5.3. Other genes in SIs
4.1.4.6. Specific genes of acacia mesorhizobia
4.1.5. Conclusion
4.2. Synthèse des résultats
CHAPITRE 5 : ETUDE DE L’ADAPTATION DES SOUCHES DE MESORHIZOBIUM D’A. SEYAL DEL. ET D’A. SENEGAL (L.) WILLD. AU STRESS SALIN PAR UNE APPROCHE TRANSCRIPTOMIQUE 
5.1. Adaptation of Acaciaseyal Del. and Acaciasenegal(L.) Willd. mesorhizobia to salinity: genome wide and transcriptional response to salt stress (Article 3, en préparation pour BMC Genomics)
5.1.2. Abstract
5.1.2. Introduction
5.1.3. Material & Methods
5.1.3.1. Bacterial strains and conditions conditions
5.1.3.2. RNA production, extraction and sequencing
5.1.3.3. RNAseq data analysis
5.1.3.4. Real time PCR on selected genes
5.1.4. Results & Discussions
5.1.4.1. Effect of salt stress on Mesorhizobiumgrowth kinetics and choice of conditions for RNAseq
5.1.4.2. Total RNA extraction and mRNA enrichment
5.1.4.3. RNAseq data analysis
5.1.4.4. Quantitative PCR on selected genes
5.1.4.5. Transcriptome overall analysis
5.1.4.5.1. Global gene expression profile
5.1.4.5.2 Functional composition of Mesorhizobiumtranscriptomes under salt stress conditions
5.1.4.5.3. Identification of salt-regulated genes in acacia mesorhizobia transcriptomes
5.1.5. Conclusion
5.1.6. Supplementary tables
5.2. Synthèse des résultats
CHAPITRE 6 : DISCUSSION GENERALE ET PERSPECTIVES
6.1. Diversité génétique et phénotypes de tolérance à la salinité des Mesorhizobium d’A. seyal et d’A. senegal
6.1.1. Identification de nouvelles espèces de Mesorhizobiumnodulant A. seyalet A. senegal
6.1.2. Phénotypes de tolérance au sel des souches de Mesorhizobium d’Acacia
6.2. L’étude comparative des génomes des souches de Mesorhizobium d’A. seyal et d’A. senegal
6.2.1. Des génomes de Mesorhizobium d’acacias comparables aux génomes d’autres souches de Mesorhizobium
6.2.2. Les phages dans le génome des Mesorhizobium d’Acacia
6.2.3. Des régions symbiotiques hautement conservées chez les Mesorhizobium d’Acacia
6.3. Réponses adaptatives au stress salin des Mesorhizobium d’A. seyal et d’A. senegal
6.3.1. Accumulation du tréhalose, seule réponse commune au stress salin des Mesorhizobium d’Acacia
6.3.2. Les possibles bases génétiques de la variabilité de phénotypes de tolérance au sel notée chez lesMesorhizobium d’Acacia
CONCLUSION GENERALE
REFERENCES BIBLIOGRAPHIQUES 
ANNEXES 

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