Soutenance mémoire
Les différentes méthodes de prélèvement d’urine en médecine féline
La cystocentèse
La cystocentèse est une paracentèse qui consiste en une ponction de la vessie à l’aiguille afin de prélever une quantité variable d’urine par aspiration. Elle est la méthode de collecte d’urine de référence chez le chat lorsqu’une mise en culture bactérienne de l’échantillon est souhaitée, dans la mesure où elle permet l’obtention d’urine stérile en évitant le passage de celle-ci par l’urètre (Forrester et Grant, 2010). Lorsqu’elle est effectuée correctement, la cystocentèse est un acte pratique pour le vétérinaire, et facile (Forrester et Grant, 2010).
Cette technique est recommandée pour éviter la contamination des échantillons urinaires par les bactéries, les cellules, et les débris de l’appareil uro-génital inférieur, pour faciliter la localisation de l’hématurie, de la pyurie et de la bactériurie, mais aussi pour diminuer au maximum le risque d’infection du tractus urinaire (ITU) iatrogène qui pourrait être provoquée par le sondage, en particulier chez les patients ayant une affection prédisposant à une ITU bactérienne (Osborne et Stevens, 1999). Son but peut être d’autre part occasionnellement thérapeutique (décompression vésicale dans le cas d’obstruction des voies urinaires basses). Initialement, la vessie doit être immobilisée et palpée afin de localiser sa position et d’évaluer son degré de réplétion. Si la palpation vésicale est impossible, particulièrement chez les animaux obèses, le recours à un échographe permet d’obtenir un échantillon d’urine de façon sûre (Lulich et Osborne, 2004). Dans le cas où la vessie ne serait pas palpable et un échographe non disponible, la cystocentèse peut être effectuée « à l’aveugle ». Bien que cette technique soit réalisée avec succès chez 50% des chiens (Chew et coll., 2011), elle n’est pas recommandée chez le chat en raison du risque de lésions de la vessie ou des structures adjacentes (Osborne et Stevens, 1999), dues notamment au fait que la position de la vessie chez le chat est beaucoup plus variable que chez le chien (Chew et coll., 2011). Une vessie peu remplie ou un animal présentant un trouble de l’hémostase constituent les principales contre-indications à la réalisation de la cystocentèse (Osborne et coll., 1980 ; Macdougall et Curd, 2000).
L’animal vigile doit être maintenu dans une position à la fois confortable pour lui et pour l’opérateur. L’abord de la vessie est abdominal ventral lorsque l’animal est en décubitus dorsal, abdominal latéral s’il est debout ou en décubitus latéral. La contention chimique est rarement requise mais peut être utilisée au besoin, à l’appréciation de l’opérateur, si l’animal ne supporte pas la contention physique ou la palpation abdominale (Osborne et coll., 1980). La tonte ou l’humidification des poils afin de permettre une meilleure exposition de la zone à ponctionner est préférée par certains opérateurs mais serait non nécessaire (Chew et coll., 2011). La désinfection de cette même zone avant la cystocentèse est un point controversé: certains auteurs la proscrivent, mettant en avant l’argument que le risque de contamination de l’urine par le produit désinfectant est présent, tout comme l’apparition possible de résultats faux-négatifs après mise en culture (Chew et coll., 2011). D’autres auteurs la mentionnent, en précisant que le plus souvent une simple application d’alcool au niveau du site de ponction est suffisante (Forrester et Grant, 2010), ou que la désinfection, bien qu’idéale, n’est souvent pas effectuée en pratique car elle contribue à stresser l’animal (Little, 2012).
La plupart du temps, une aiguille de 0,5 à 0,6 mm (soit 23 à 25 gauges (G)) (Little, 2012) voire 0,7 mm de diamètre (soit 22 G) est utilisée pour la ponction, montée sur une seringue de 6 à 12 mL (Forrester et Grant, 2010; Chew et coll., 2011).
La vessie est immobilisée d’une main tandis que l’autre main guide l’aiguille à travers la paroi ventrale ou ventro-latérale de la vessie, afin de minimiser le risque de toucher les uretères ainsi que les vaisseaux sanguins abdominaux les plus gros.
La pénétration de la paroi abdominale puis vésicale par l’aiguille s’effectue de l’avant vers l’arrière de l’animal, en direction du trigone vésical et avec un angle oblique d’environ 45 degrés, l’extrémité de l’aiguille s’arrêtant à faible distance du départ de l’urètre. Cette position permet la récolte de l’urine dans la seringue immédiatement après pénétration dans la lumière vésicale, ainsi que la décompression de la vessie sans avoir à réinsérer l’aiguille dans la lumière. En effet, si l’aiguille se trouve au niveau de l’apex vésical ou légèrement décalée, celle-ci peut ne pas rester dans la lumière vésicale du fait de la diminution du volume de la vessie lors de l’aspiration de l’urine (Lulich et Osborne, 2004), comme nous le montre la Figure 1.
Le cathétérisme urétral
Le cathétérisme de l’urètre correspond à l’introduction d’une sonde urinaire dans la vessie à partir du méat urétral. Cette méthode permet l’obtention d’urine stérile utile si une mise en culture bactérienne est souhaitée (bien que la méthode de référence reste la cystocentèse comme nous l’avons mentionné précédemment), mais également de mesurer la production d’urine, d’injecter des produits de contraste préalablement à la réalisation de radiographies, ainsi que de lever une rétention urinaire secondaire à une obstruction urétrale fonctionnelle ou lésionnelle (Forrester et Grant, 2010).
Cette technique nécessite une bonne maitrise, c’est pourquoi elle ne doit pas être déléguée à une personne non expérimentée (Lees et Osborne, 1980).
Le chat, quel que soit son sexe, doit subir une sédation préalablement à la pratique du sondage, afin d’assurer un traitement respectueux de l’animal et de minimiser de possibles traumatismes de l’urètre (Little, 2012).
Cette méthode doit se réaliser de façon aseptique en utilisant une sonde stérile, des gants stériles, ainsi qu’un nettoyage et une désinfection adéquats de l’animal (Chew et coll., 2011), consistant en une tonte et une toilette de la zone périnéale et des organes génitaux externes avec un savon antiseptique (Forrester et Grant, 2010).
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INTRODUCTION
1. PREMIERE PARTIE : PARTIE BIBLIOGRAPHIQUE
1.1 Les différentes méthodes de prélèvement d’urine en médecine féline
1.1.1 La cystocentèse
1.1.2 Le cathétérisme urétral
1.1.3 La miction provoquée par compression manuelle de la vessie
1.1.4 La miction spontanée
1.2 Choix d’une méthode de collecte en fonction du type d’analyse d’urine: recommandations actuelles
1.3 Les litières pour chat
1.3.1 Les différents types de litières
1.3.1.1 Les litières minérales
1.3.1.2 Les litières végétale
1.3.2 Les désodorisants pour litière
1.3.3 Les bacs à litière
1.3.4 Devenir de la litière
2. SECONDE PARTIE : ETUDE EXPERIMENTALE
2.1 Contexte et objectifs
2.2 Matériels et méthodes
2.2.1 Animaux
2.2.1.1 Critères d’inclusion des animaux
2.2.1.2 Critères de non inclusion des animaux
2.2.1.3 Préparation des animaux sélectionnés
2.2.1.4 Données relatives aux chats
2.2.2 Plan d’étude
2.2.3.1 Mise en place de la litière Medicat® dans le bac à litière
2.2.3.2 Réalisation de la cystocentèse
2.2.3.3 Modalités de mise en contact de l’urine avec la litière
2.2.3.4 Modalités de collecte de l’urine dans le bac à litière
2.2.4 Analyses
2.2.4.1 Paramètres de la bandelette urinaire
2.2.4.2 Densité urinaire
2.2.4.3 RPCU (analyse en différé)
2.2.4.3.1 Méthode de dosage des protéines urinaires
2.2.4.3.2 Méthode de dosage de la créatinine urinaire
2.2.5 Statistiques
2.2.5.1 Saisie des données
2.2.5.2 Effet du contact avec la litière
2.3 Résultats
2.3.1 Caractéristiques des chats inclus
2.3.2 Contexte clinique du prélèvement urinaire
2.3.3 Température dans la pièce d’expérience, volumes d’urine récoltés, durées réelles de contact urine-litière, délai de stockage et nombre de résultats
2.3.4 Résultats obtenus pour le spécimen de référence (C0)
2.3.4.1 Sédiment urinaire
2.3.4.2 Densité urinaire mesurée au réfractomètre
2.3.4.3 Paramètres de la bandelette urinaire
2.3.4.3.1 pH
2.3.4.3.2 Activité peroxydasique
2.3.4.3.3 Protéines
2.3.4.3.4 Urobilinogène
2.3.4.3.5 Glucose
2.3.4.3.6 Bilirubine
2.3.4.3.7 Corps cétoniques
2.3.4.3.8 Densité (bandelette)
2.3.4.3.9 Activité estérasique
2.3.4.3.10 Nitrites
2.3.4.4 RPCU
2.3.5 Effet du contact avec la litière
2.3.5.1 Glucosurie
2.3.5.2 Bilirubinurie
2.3.5.3 Corps cétoniques
2.3.6 Effet du temps de contact avec la litière
2.3.6.1 Densité urinaire mesurée au réfractomètre
2.3.6.2 Paramètres de la bandelette urinaire
2.3.6.2.1 pH
2.3.6.2.2 Activité peroxydasique
2.3.6.2.3 Protéines
2.3.6.2.4 Urobilinogène
2.3.6.3 RPCU
2.3.7 Résultats chiffrés
3. TROISIEME PARTIE : DISCUSSION
CONCLUSION
BIBLIOGRAPHIE
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