La biologie des parasites

La biologie des parasites

Mise en évidence de l’activité protéasique des PES sur les IgG et les IgA

Chez Oestrus ovis:

L’immunoglobuline G utilisée est un anticorps monoclonal de rat, de type IgG1. Les immunoglobulines A utilisées sont d’origine humaine. Elles sont mises en contact avec les PES de L1 et de L3 puis on analyse par électrophorèse SDS-PAGE en conditions réductrices. Le profil de migration de la solution d’IgG1 témoin montre 3 bandes d’environ 25, 50 et 75 kDa.Après 12 heures de contact, les bandes 75 et 50 kDa disparaissent du profil de migration.Le profil de migration de l’IgA révèle 3 bandes d’environ 85, 55 et 25 kDa. Après un contact de 12 heures, les bandes de 85 et 55 kDa disparaissent.Les bandes de 75 kDa de l’IgG et de 85 kDa de l’IgA correspondent très certainement à l’association d’une chaîne légère de 25 kDa et d’une chaîne lourde de 50 kDa pour l’IgG et de 55 kDa pour l’IgA. Ainsi les PES clivent la chaîne lourde des IgG et des IgA et laissent la chaîne légère intacte. On a donc la formation de deux fragments : F(ab’)2 qui conserve le site de liaison aux antigènes et Fc conservé.

Chez Hypoderma lineatum

Pruett, (1993) a incubé l’hypodermine A purifiée avec des IgG de bovins, moutons et de lapins. Les résultats sont analysés par SDS-PAGE en conditions non réductrices. Il apparaît que l’HA clive l’IgG bovine en deux fragments : le fragment F(ab’)2 et le fragment Fc qui reste intact. Il en ressort que les deux chaînes légères doivent rester intactes tandis que les deux chaînes lourdes sont clivées à la jonction Fc-F(ab’)2. Cette attaque est comparable à celle générée avec la pepsine. Ceci est en contradiction avec l’activité trypsique de l’hypodermine A.Cependant dans l’attaque de la pepsine, le fragment Fc est dégradé en de nombreux polypeptides tandis qu’avec l’HA il est conservé. Comme elle dégrade également les IgG des autres espèces à des degrés différents, on peut conclure que l’HA n’est pas spécifique des IgG d’origine bovine.

Chez Lucilia cuprina

Sandeman et al., (1995) a réalisé des expériences sur des moutons immunisés avec de l’ovalbumine, puis infestés avec des larves de Lucilia cuprina dans le but d’étudier les immunoglobulines anti-ovalbumine, leur dégradation dans le sérum et dans l’exsudat des plaies de la myiase. Les exsudats sont analysés par SDS-PAGE et la dégradation des IgG par immunoblotting. Les anticorps monoclonaux mesurent la quantité d’IgG intactes dans l’exsudat tandis que les anticorps anti-IgG polyclonaux mesurent la quantité d’IgG intactes et d’IgG dégradées. Les résultats montrent que 60% des IgG dans l’exsudat sont dégradées six heures après infestation. Ces résultats sont confirmés par des travaux in vitro qui montrent la dégradation des anticorps de moutons par des enzymes larvaires de Lucilia cuprina.
Le suivi des produits issus de la dégradation des IgG par les PES des larves de Lucilia cuprina par immunoblotting montre que ces produits sont les mêmes que ceux obtenus en présence de chymotrypsine et de trypsine bovine. Cela laisse supposer que ce sont les protéases des PES à activité trypsique et chymotrypsique qui sont responsables de cette dégradation.

Conséquence pour le système immunitaire

– Chez oestrus ovis:
L’activité protéasique a été mesurée sur des IgA humaines d’origine sérique. Or ce sont majoritairement les IgA sécrétoires qui arrivent au contact du parasite car elles possèdent une pièce sécrétoire, synthétisée par les plasmocytes sous-épithéliaux, qui facilite leur transport au travers de la barrière et les protège de la protéolyse. Mais une très faible proportion d’IgA d’origine plasmatique peut transsuder du plasma ou être transportée via des mécanismes sécrétoires annexes et arriver au contact des larves. Les IgG sont peu présentes dans les sécrétions du tractus intestinal mais très abondantes dans celles du tractus respiratoire. Elles transsudent probablement hors du plasma et viennent au contact du parasite. Ce phénomène s’accentue fortement dans les sites inflammatoires comme dans le cas de l’oestrose ovine.En détruisant les anticorps, le parasite empêche leur fixation dans des régions anatomiques sensibles telles que les plaques stigmatiques (respiration) ou encore la zone péri51 orale (nutrition) et inhibe l’avènement des mécanismes cellulaires dépendants d’anticorps à sa surface (ADCC) ainsi que l’opsonisation (figure 7).

Table des matières

Tables des illustrations
Tables des abréviations
Introduction
I. Caractérisation des PES des larves 
1. La biologie des parasites
1.1. Chez Oestrus ovis
1.2. Chez Hypoderma lineatum
1.3. Chez Lucilia cuprina
2. Les enzymes sécrétées/excrétées
2.1. Les différentes activités enzymatiques
2.2. Les protéases excrétées/sécrétées
3. Les produits excrétés/sécrétés non enzymatiques
3.1. L’ammoniac
3.2. La protéine Péritrophine-95 (P-95)
3.3. Les PES synthétisés dans les glandes salivaires
4. Bilan
II. Rôle des PES dans le développement larvaire
1. Protection vis à vis du système immunitaire de l’hôte 
1.1. Clivage des IgG et des IgA
1.2. Action sur le complément
1.3. Action sur la prolifération lymphocytaire
1.4. Rôle immunosuppresseur de l’ammoniac
1.5. Bilan
2. Nutrition des larves
2.1. Modalité de la digestion
2.2. Maintien d’un apport constant en nutriments
3. Facilitation de l’établissement larvaire 
3.1. Chez Oestrus ovis
3.2. Rôle de LCTb chez Lucilia cuprina
4. Migration larvaire
4.1. Chez Hypoderma lineatum
4.2. Chez Lucilia cuprina
5. Les lésions induites
5.1. Chez Oestrus ovis
5.2. Chez Hypoderma lineatum
5.3. Chez Lucilia cuprina
6. Bilan général
III. PES et perspectives vaccinales
1. Développement d’une immunité naturelle
2. Les intérêts d’un vaccin 
3. Les tentatives de vaccination
3.1. Immunogénicité des PES larvaires
3.2. Essais vaccinaux
4. Discussion sur les essais
4.1. Choix de l’Ag vaccinal
4.2. Voie d’administration
4.3. Rôle des adjuvants
4.4. Production de protéines recombinantes
Conclusion
Bibliographie

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