Isolation ofthylakoid membranes

Isolation ofthylakoid membranes

La photosynthèse

Définition et bilan
La photosynthèse est un processus biologique capable de transformer l’énergie lumineuse en énergie chimique utilisable pour la synthèse de matière organique. Cette matière organique est indispensable pour le développement et la synthèse de biomasse dans les organismes photosynthétiques. Ce processus s’effectue par plusieurs organismes vivants, à savoir les plantes, les algues et les cyanobactéries. C’est au cours de la photosynthèse que se produisent le dégagement d’oxygène (02) et la synthèse des glucides suite à l’oxydation de l’eau (H20) et la réduction du dioxyde de carbone (C02) selon l’équation suivante (Whitmarsh et Govindjee, 1999) : Cette réaction globale de la photosynthèse se déroule en deux phases complémentaires en fonction de leur dépendance à la lumière: une première phase appelée phase lumineuse et une deuxième appelée phase obscure (Figure 1.1). La phase lumineuse correspond à l’ensemble des réactions photochimiques au cours desquelles l’énergie lumineuse absorbée par la plante va générer un transfert d’électrons, via différents sites de la machinerie photosynthétique, ce qui aboutit à la production d’02 moléculaire et à la synthèse de l’énergie chimique sous forme de réserve d’adénosine triphosphate (ATP) et de nicotinamide adénine dinucléotide phosphate réduit (NADPH) nécessaires aux réactions de la phase sombre de la photosynthèse. Cette phase sombre, correspond à l’ensemble des réactions biochimiques, liées au cycle de Calvin-Benson, durant lesquelles l’ATP et le NADPH sont utilisés comme sources d’énergie pour la fixation et la transfonnation du C02 en glucides par le cycle de Calvin-Benson appelé aussi réactions indépendantes de la lumière (Blankenship, 2002).

Le chloroplaste: siège de la photosynthèse

  L‘ensemble des deux phases, lumineuse et sombre, se déroule dans un organite cellulaire spécialisé appelé chloroplaste se trouvant dans les cellules de mésophylle des feuilles (Figure I.2A). Le chloroplaste est composé d‘une double membrane lipidique qui sépare le stroma (la partie interne du chloroplaste) du cytoplasme cellulaire. C‘est dans le stroma que se retrouvent les enzymes servant à la phase sombre de la photosynthèse. Le stroma contient également un réseau membranaire appelé thylakoïdes constitués d‘un ensemble de vésicules aplaties qui peuvent s‘empiler et fonner des grana (Mustardy et Garab, 2003). Les thylakoïdes non empilés fonnent les lamelles stromatiques reliant ainsi plusieurs grana. Chaque thylakoïde est fonné par une membrane à double couche lipidique qui sépare l‘espace interne du thylakoïde, appelé lumen, du stroma (Figure 1.2B et C).

Les pigments photosynthétiques et la lumière

  L’énergie nécessaire pour les réactions photochimiques est fournie par la lumière, sous forme de photons, qui est absorbée par différents pigments photosynthétiques : les chlorophylles (Chl) a et b et les caroténoïdes (Figure 1.5) (Dekker et Boekema, 2005).Les chlorophylles: Les deux types de Chl sont constitués d’un noyau tétrapyrrolique, avec un magnésium au centre, auquel est fixée une queue phytol à très longue chaîne de carbone (C20). L’absorption de la lumière par ces Chls est due à l’existence de doubles liaisons conjuguées.6 Les caroténoïdes : Ce sont des molécules terpéniques à 40 carbones caractérisées par leurs longues chaînes carbonées à doubles liaisons conjuguées et constituées basiquement de 8 unités isoprène. Le jJ-carotène qui est un exemple de caroténoïde avec ses deux extrémités cyclisées.

  Ces trois types de pigments sont toujours présents, en association avec des protéines, dans les antennes collectrices de lumière (LHC) attachées aux PSI et PSII (Figure 1.3) (HelIer et al., 1998). Chaque type de ces pigments absorbe spécifiquement à certaines longueurs d‘ondes du domaine du visible où il possède un maximum d‘absorption pour une longueur d‘onde donnée. Cette spécificité est due à la configuration moléculaire de chaque pigment. Par conséquent, l’ensemble des spectres
d‘absorption de ces pigments couvre presque la totalité du spectre électromagnétique du domaine visible (400 – 700 nm) ce qui permet à l‘appareil photosynthétique d‘ exploiter efficacement l‘ énergie lumineuse déjà absorbée (Figure 1.6)

La chaine photosynthétique : les principales structures impliquées dans la phase lumineuse

  Chez les plantes supérieures, la membrane thylakoïdale renferme quatre types de complexes pigments-protéines responsables de l’absorption de la lumière et du transport d‘électrons et de protons photosynthétiques au cours de la phase lumineuse (Dekk:er et Boekema, 2005). Ces complexes sont le PSU, le Cyt bJ f, le PSI et l‘ATP synthétase. Ils sont reliés par les composants mobiles qui sont le pool de PQ, la PC et la Fd.

Photosystème II (PSII)
Le PSU est un complexe membranaire multi-protéique, de poids moléculaire d‘environ 650 kDa, qui utilise l‘énergie lumineuse solaire pour oxyder l‘eau et réduire les quinones (Najafpour et Govindjee, 2011). Les structures cristallines de haute résolution obtenues sur le complexe de PSII ont permis d‘ identifier qu‘ il renferme au moins 25 sous-unités protéiques, des pigments et des cofacteurs nécessaires pour transférer les électrons, provenant de l‘oxydation de l‘eau, jusqu‘à la PQ afm de la réduire en plastoquinol (PQH2) (Rutherford, 1989; Ferreira et al., 2004; Dekker et Boekema, 2005; Loll et al., 2005; Barber, 2006; Nelson et Yocum, 2006; Enami et al., 2008; Renger et Renger, 2008; Shen et al., 2008; Sproviero et al., 2008; Zouni et al., 2008; Umena et al., 2011). Le PSII est composé de trois grands domaines protéiques: les antennes collectrices de lumière, le CR et le complexe d‘évolution d’oxygène (CEO) . Ces complexes forment des sous-unités fonctionnelles étroitement liées et essentielles pour un fonctionnement optimal du PSII (Szabo et al., 2005)

Les antennes collectrices de lumière
Les antennes collectrices de lumière absorbent l‘énergie lumineuse et la transfèrent aux CR du PSII, où s‘effectuent les réactions photochimiques. On distingue trois types d‘antennes chez les plantes supérieures: une antenne périphérique (LHCII) fonnée de trimères associant des protéines Lhcb1, Lhcb2 et Lhcb3; une antenne interne, associée au CR, constituée des protéines CP43 (PsbC) et CP47 (PsbB) et une antenne, située entre LHCII et le CR, constituée de complexes pigments-protéines CP29 (Lhcb4), CP26 (Lhcb5) et CP24 (Lhcb6) (Figure 1.7) (Kamiya et Shen, 2003; Zouni et al., 2008). – Les antennes périphériques LHCII (Light Harvesting Complexes)
Les antennes périphériques sont constituées de complexes pigments-protéines désignés par LHCII (Light Harvesting Complexes) dont les pigments sont associés à des protéines ayant un poids moléculaire compris entre 24 et 29 kDa (Green et Dumford, 1996). Chacun de ces complexes est fonné de protéines codées par le génome nucléaire appelé Lhcb regroupé en trois familles: Lhcbl, Lhcb2 et Lhcb3. Ces protéines lient la Chl a et la Chl b ainsi que des molécules de caroténoïdes, comme la lutéine, la néoxanthine, la violaxanthine et la zéaxanthine (Figure 1.8) (Bassi et al., 1997; Dekker et Boekema, 2005). La LHCII est considérée comme l‘ antenne majeure du PSII puisqu‘elle contient entre 50 et 65 % de la quantité totale de la Chl (a et b) et le tiers du contenu total en protéines des membranes thylakoïdales (Thornber et al., 1991). Du point de vue structural, ces protéines sont riches en hélices (l (Liu et al., 2004 ).
– Les antennes intermédiaires
Elles renfennent les complexes pigments-protéines CP29, CP26 et CP24 codés par les gènes Lhcb4, Lhcb5 et Lhcb6, respectivement. Ces antennes ne contiennent que 5 à 20 % de la Chl totale liée au PSII avec une quantité plus faible de Chl b en comparaison avec la LHCII (Barber et Kuhlbrandt, 1999). Ces complexes se situent entre la LHCII et le CR du PSII dont CP29 et CP26 sont attachés au CR alors que le CP24 est associé aux LHCII. Cette position leur pennet de transférer l‘énergie d‘excitation du LHCII au CR via les antennes internes CP43 et CP47.
– Les antennes internes
Elles sont constituées de deux protéines dites CP43 et CP47, codées par les gènes chIoroplastiques PsbC et PsbB, respectivement. Ces protéines, riches en hélices a, sont liées à environ 40 à 50 molécules de ChI a et à une dizaine de molécules de p-carotène tandis que la ChI b est absente de ces antennes (Zheleva et al., 1998; Barber et Kuhlbrandt, 1999; Liu et al., 2004; Dekker et Boekema, 2005; Lucinski et Jackowski, 2006). CP43 et CP47 sont étroitement associées au CR du PSU (Figure 1.7). Cette liaison leur permet de transférer l’énergie lumineuse, à partir des antennes intermédiaires, vers la paire spéciale de ChI a (P680) (Barber et al., 1999; Ferreira et al., 2004; Barber, 2006; Ballottari et al., 2012). La protéine CP47 est liée au polypeptide extrinsèque de 33 kDa (appelée PsbO) du CEO qui est impliquée dans la stabilisation du complexe de manganèse (MI40sCa) (Green et Dumford, 1996).
Le centre réactionnel du photosystème II
Le centre réactionnel (CR) du PSU est un complexe protéique transmembranaire constitué de protéines intrinsèques insérées dans la membrane thylakoïdale et riches en hélices cr (Hankamer et al., 1997). Il est composé essentiellement d‘un hétérodimère protéique constitué essentiellement de deux protéines majeures Dl et D2, codées par les deux gènes chloroplastiques PsbA et PsbD, respectivement. Les protéines Dl et D2 sont de poids moléculaire de 32 et 34 kDa, respectivement (Figure 1.7). Ces protéinesexhibent une grande similitude entre elles comme la présence de cinq hélices cr transmembranaires, mais ne sont pas identiques (Figure 1.9) (Bricker et Ghanotakis, 1996). Le rôle de Dl et D2 est d‘assurer la stabilité des cofacteurs, nécessaires pour le transfert d‘électrons au niveau du PSU, qu‘elles contiennent, à savoir le complexe de M140sCa, la tyrosine Z (Tyr Z), la P680, la phéophytine (Phéo) et les deux plastoquinones QA et QB. De même, D1et D2 sont liées aux sous-unités CP43 et CP47. La protéine Dl renferme aussi le site d‘oxydation de l’eau, qui est assuré par le CEO. Le CR contient également un homodimère de Chl a situé à l‘interface des protéines Dl et D2 : c‘est la paire spéciale de Chl a notée P680 qui joue un rôle primordial dans le processus de la séparation de charges. C’est à ce niveau que se passe la conversion de l‘énergie lumineuse en énergie chimique en termes d‘électrons en initiant le transport d‘électrons entre le PSU et le PSI (Dekker etVan Grondelle, 2000). Le P680 est le cœur du CR du PSU et possède une absorption maximale de la lumière à une longueur d‘onde de 680 nm (Govindjee et Coleman, 1990).
Le complexe d’évolution d’oxygène (CEO)
Chez les plantes supérieures, le mécanisme d‘oxydation de l‘eau est assuré par un système enzymatique appelé complexe d‘évolution d‘oxygène (CEO) situé du côté du lumen du PSU près de Dl. Le CEO est composé d‘un complexe de manganèse (M140sCa) et de trois polypeptides extrinsèques PsbO, PsbP et PsbQ (De Las Rivas et al., 2004; Roose et al., 2007; Suorsa et Aro, 2007). 
– Le complexe de Mn40SCa : site catalytique de l’oxydation de l’eau Le complexe de Mr40sCa est considéré comme le site catalytique de l’oxydation de l’eau du CEO constitué par quatre atomes de manganèse (Mn), un atome de calcium (Ca2l et cinq atomes d’oxygène (0) (Kawakami et al., 2011; Umena et al., 2011). Il est égalèment lié à deux atomes de chlore (Cl) qui sont aussi des cofacteurs indispensables pour la réaction d’oxydation de l’eau (Debus, 1992; Enami et al., 2008; Renger et Renger, 2008; Shen et al., 2008; Najafpour et Allak:hverdiev, 2012; Najafpour et al., 2012). La Figure 1.10 montre le modèle structural obtenu par cristallographie aux rayons X (Umena et al., 2011). La structure cristalline du PSU récemment publiée à une résolution de 1.9 A montre pour la première fois la présence de quatre molécules d’eau (W1 à W4) directement liées au complexe de Mr40sCa dont deux (W1et W2) sont coordonnées au quatrième atome de manganèse (Mn4) et les deux autres (W3 et W4) sont coordonnées au Ca2+, ce qui pourrait servir de substrats pour l’oxydation de l’eau et la formation du dioxygène (02) (Umena et al., 2011). Ce complexe est logé dans une cavité de la protéine Dl limitée du côté de lumen par des protéines hydrophiles appelées protéines extrinsèques. Cet environnement protéique contrôle essentiellement le mouvement de protons et l’accès de l’eau. Il est même supposé que ces protéines extrinsèques jouent un rôle de barrière vis-à-vis du complexe de Mr40sCa, en particulier la protéine PsbO.
– Le complexe de Mn40SCa et les états S
La catalyse de l’oxydation de deux molécules d’eau générant une molécule d’02, est une réaction à quatre électrons: 2H20 ~ 4W + O2 + 4e-. Afm de réaliser cette réaction, le complexe de Mr40sCa doit stocker quatre équivalents de charges positives en passant par un cycle à cinq états d’oxydation distincts suite à l’absorption successive de quatre photons avant d’oxyder le H20 en O2. C’est Joliot et al., en 1969, qui ont mis en évidence que la photoproduction d’02 était périodique et que, à chaque quatre flashs lumineux, un pic de production d’02 était détecté. En 1970, en interprétant les expériences de Joliot et al. (1969), Kok et al. ont montré que le complexe de M140sCa passe par cinq états d‘oxydation consécutifs appelés Sn (n = 0 à 4). Chaque état Sn représente un état d’oxydation différent du complexe d’oxydation de l‘eau. L‘enzyme est ainsi capable de stocker quatre équivalents de charges positives, avant d‘oxyder deux molécules de H20 et dégager de 1’02. L’état SI est celui qui est le plus stable à l‘obscurité. Le passage d‘un état d‘oxydation à l‘autre est induit par l‘absorption d‘un photon et s‘accompagne de la perte d‘un électron. Lorsque le quatrième photon est absorbé, le complexe de M140sCa atteint l‘état S4, instable, et devient capable d’oxyder deux molécules de H20 en 0 2en revenant à l‘état So (Figure 1.12) (Debus, 1992; Miqyass etaI., 2007).
Figure 1.12 Représentation du cycle des états S selon le modèle de Kok et al. (1970).
– Les protéines extrinsèques
La protéine PsbO (33 kDa) Cette protéine est présente chez tous les organismes photosynthétiques avec un poids moléculaire de 33 kDa (Popelkova et al., 2011). Elle est codée par le gène PsbO d‘où son nom (Miyao et Murata, 1984; Enami et al., 2008) (Figure 1.13). Elle est considérée la protéine la plus importante du CEO dont elle permet essentiellement de stabiliser le complexe de M140sCa, tout en maintenant la liaison des ions cr et Ca2+ au système de dégagement d’02 d‘où le nom de « Manganese Stabilizing Protein» (Miyao et Murata, 1984; Heredia et De Las Rivas, 2003; De Las Rivas et al., 2004; Popelkovâ et al., 2006). En effet, il a été rapporté que la dissociation de la protéine PsbO du psn peut provoquer une déstabilisation au niveau du complexe de M140sCa allant jusqu’à la perte de deux à quatre atomes de Mn (Murata et al., 1984; Bricker et al., 1992). Elle permet également la stabilité des protéines CP47, CP43, Dl et 17 kDa au sein du complexe de psn et limite l’accès des molécules d’eau au niveau du complexe de M140sCa (Gregor et al., 2005; Yi et al., 2005). De même, PsbO joue un rôle essentiel dans la stabilisation et la rétention des atomes de Mn et cr (Bricker et al., 2012). Récemment, il a été proposé que la protéine PsbO puisse avoir des canaux d’acheminement de l‘eau du lumen vers le site catalytique et des canaux de dégagement de W et d’02 (Murray et Barber, 2007).
Les protéines PsbP et PsbQ
Les plantes supérieures ainsi que les algues vertes possèdent les protéines extrinsèques PsbP et PsbQ (Figure 1.13), alors que les cyanobactéries utilisent deux autres protéines extrinsèques homologues appelées PsbU et Psb V (Thomton et al., 2004). La protéine PsbP de poids moléculaire 23 kDa permet la stabilisation de la structure du CEO par la fixation des atomes de ci+et cr comme cofacteurs nécessaires pour l‘activité du dégagement d‘0 2 tout en protégeant le complexe de MI40sCa des agents réducteurs exogènes (Seidler, 1996; Roose et al., 2007). De même, la protéine PsbQ, de poids moléculaire 17 kDa, permet de stabiliser le CEO en absence descofacteurs Ca2+ et cr (Summerfield et al., 2005). En effet, il a été démontré que PsbQ fixe l‘ion Ca2+ puisque son altération spécifique par la chaleur va induire une dissociation de l‘ion Ca2+ du complexe de MI40sCa et donc une inhibition de la photolyse de l’eau (Barra et al., 2005). Les protéines PsbP et PsbQ permettent également la liaison de plusieurs complexes de PSU, ce qui permet la formation de structures macromoléculaires des PSU et les empilements des grana des thylakoïdes (Suorsa et Aro, 2007). Il est important de noter que PsbP est une protéine formée essentiellement de feuillets ~ alors que PsbQ renferme principalement les structures hélices (1.Cependant, la protéine PsbO renferme toutes les structures avec une proportion élevée en feuillets ~ (De Las Rivas et al., 2004; Bricker et Bumap, 2005; De Las Rivas et Roman, 2005).

Photosystème 1 (PSI)
Le PSI est le deuxième photosystème intervenant dans les réactions lumineuses photosynthétiques chez les plantes dont il utilise la lumière pour le transport d‘électrons
depuis la PC vers la Fd. Le PSI est un complexe composé de 18 sous-unités protéiques, et d’environ 200 cofacteurs, majoritairement des molécules de Chl (173 chlorophylles),2010). Ce complexe est divisé en deux grandes unités fonctionnelles, l’antenne collectrice de lumière (LHCI) et le CR.
Le centre réactionnel du photosystème 1
Le CR du PSI est composé de 15 sous-unités protéiques (psaA à PsaL et PsaN à PsaP) dont le rôle des sous-unités protéiques PsaA à PsaN est connu, alors que les fonctions des deux autres sous-unités protéiques, PsaO et PsaP, ne sont pas encore identifiées et restent inconnues (Jordan et al., 2001 ; Knoetzel et al., 2002; Ben-Shem et al., 2003; Khrouchtchova et al., 2005; Amunts et al., 2007). Le CR du PSI est composé essentiellement de deux protéines hydrophobes appelées PsaA et PsaB contenant la majorité des cofacteurs de la chaîne de transport d’électrons: une paire spéciale de Chi a appelée P700 (un dimère de Chi a possédant un maximum d‘absorption à 700 nm), Ao (une molécule de Chi a), Al (une phylloquinone) et Fx (un centre de fer-soufre Fe4-S4). Ces deux protéines majeures, PsaA et PsaB, constituent un hétérodimère PsaNB auquel une centaine de Chis et une vingtaine de ~-carotène sont associées (Jordan et al., 2001; Ben-Shem et al. , 2003 ; Amunts et al. , 2010). Trois autres protéines extrinsèques appelées PsaC, PsaD et PsaE sont liées aux protéines PsaA et PsaB du côté de stroma et sont impliquées dans le processus de transfert d‘électrons du PSI à la Fd. En effet, la protéine PsaC renferme les centres fer-soufre FA et F8, la protéine PsaD constitue le point de rattachement de la Fd du côté
du stroma et la protéine PsaE fixe la FNR du côté du stroma. Les autres sous-unités du CR participent aux autres fonctions du PSI, notamment les interactions avec la PC et la Fd (Figure 1.14) (Jensen et al., 2007). Du point de vue structural, il a été montré que les polypeptides transmembranaires intrinsèques du PSI sont riches en structures hélices a. dont Il hélices a. transmembranaires sont incorporées dans les deux protéines majeures PsaA et PsaB(Fromme et al., 2001; Jordan et al., 2001). En outre, de grandes régions de boucles relient les hélices a. et les structures de feuillets ~ . Cependant, les hélices a. sont absentes dans les sous-unités PsaC, PsaD et PsaE (Fromme et al., 2001).
Les antennes collectrices de lumière du photosystème 1 (LHCn
Le rôle du complexe antennaire du PSI (LHCI) est de transférer l’énergie lumineuse captée par ses molécules de ChI vers le CR du PSI. LHCI est composé de quatre sous-unités protéiques, Lhcal à Lhca4, entourant le CR du PSI et qui sont liées à des molécules de ChI a et b, et de caroténoïdes (Figure 1.15) (Castelletti et al., 2003; Amunts et al., 2010; Wientjes et Croce, 2011). Les LHCI sont composés de protéines transmembranaires riches en structures hélices a (Fromme et al., 2001 ; Jordan et al., 2001). Des études récentes ont montré que les Lhcal-4 sont réparties sous deux hétérodimères fonctionnels, Lhcal ,4 et Lhca2,3 dont les propriétés biochimiques et spectroscopiques sont très semblables. Ces deux hétérodimères contiennent des formes particulières de ChI appelées « ChIs rouges» (Wientjes et Croce, 2011). À la différence du LHCII, les LHCI, avec ses hétérodimères Lhcal ,4 et Lhca2,3, contiennent très peu de ChI b et également un type de ChI particulier, appelé «ChI rouge» qui absorbe préférentiellement la lumière au-delà de 700 nm et l‘émet dans le rouge, avec un maximum autour de 730 nm à basse température. La nature de ces Chis spéciales reste encore non résolue, mais leur forme spectrale se retrouve dans la plupart des organismes photosynthétiques (Gobets et al., 2001 ; Karapetyan et al., 2006).

Isolation of PSII submembrane fractions

  PSU submembrane fractions were isolated from thylakoid membranes as described elsewhere [60] with minor modifications. Following incubation of isolated thylakoid membranes for 90 min in the dark at ice-cold temperature, Triton X-100 was added with gently shaking for 1 min to obtain a final concentration of 1 mg Chl.mrl . The latter solution was incubated 1 min in the dark and centrifuged for 4 min at 600 x g. The resulting supematants were centrifuged for 15 min at 35300 x g. The pellet was suspended in a buffer containing 20 mM Mes-NaOH (pH 6.2), 15 mM NaCI, 10 mM MgCh, and 400 mM sucrose and centrifuged at 4960 x g for 4 min. Collected supematants were centrifuged at 35300 x g for 15 min and their pellets were suspended in the same buffer. This homogenate of pellets was centrifuged for 15 min at 35300 x g. At the latest step, the new pellet obtained was suspended in the same buffer and the Chl content was calculated following the procedure described in Porra et al. (1989) [59].

Oxygen evolution activity measurements

  The rate of oxygen evolution of PSU submembrane fractions samples was performed with Clark type electrode at 24°C under continuous saturating white light using Oxylab system (Hansatech Instrument, Norfolk, England). The assay medium contained 20 mM Mes-NaOH (pH 6.2), 1 mM NaCI, 0.5 mM MgCh, 0.35 mM DCBQ (2.5-dichlorobenzoquinone) as PSU electron acceptor, 25 Ilg Chl.ml-I of PSU submembrane fractions, and the specified Al3+ concentrations added as Al2(S04)3. Oxygen flash yields of isolated thylakoid membranes were recorded at room temperature by a laboratory built polarographic oxygen rate electrode described in Zeinalov (2002) [61]. The sample at 200 Ilg.mr1 of Chl concentration was incubated 3 minutes in the dark before measurements. At each measurement, the dark adapted sample was illuminated by a train of 12 saturating (4J) single turnover flashes (10 ilS). The assay medium contained 40 mM Hepes-NaOH (pH 7.6), 10 mM NaCI, 5 mM MgCh, 400 mM sucrose, and the specified concentrations of Ae+. The oxygen yields of the 12 flashes and their parameters were estimated using developed analytical solution for the fitting of experimental data as described previously in Messinger et al. (1997) [62] based on extended Kok model [63].

Table des matières

REMERCIEMENTS
AVANT-PROPOS 
RESUME
LISTE DES FIGURES
LISTE DES ABRÉVIATIONS, SIGLES ET ACRONYMES
CHAPITRE 1 INTRODUCTON GENERALE
1.1 La photosynthèse
1.1.1 Déftnition et bilan
1.1.2 Le chloroplaste: siège de la photosynthèse
1.1.3 Les pigments photosynthétiques et la lumière 
1.1.4 La chaine photosynthétique : les principales structures impliquées dans la phase lumineuse.
1.1.4.1 Photosystème II (PSII)
1.1.4.2 Photosystème l (PSI)
1.1.5 Le transport photosynthétique d’électrons au niveau de la membrane thylakoïdale : le schéma en Z 
1.1.6 Les différentes voies de dissipation d’énergie
1.1.6.1 La fluorescence
1.1.6.2 La chaleur 
1.2 Effets de la toxicité des métaux: l’aluminium, un exemple d’étude 
1.2.1 L’aluminium (Al)
1.2.1.1 L‘élément aluminium: propriétés physico-chimiques
1.2.1.2 L’Al: sous quelle forme est-il toxique? 
1.2.1.3 Origines de contamination de l’environnement par l’Al
1.2.2 Phytotoxicité de l’Al
1.2.2~ 1 Effets de l’Al sur la croissance des plantes
1.2.2.2 Effets de l‘Al sur la photosynthèse 
1.3 Problématiques et objectifs du projet 
CHAPITRE II DESTABILIZATION OF THE OXYGEN EVOLVING COMPLEX OF PHOTOSYSTEM II DY AL3+
2.1 Résumé de l’article
2.2 Premier article scientifique
Abstract
Introduction
Materials and Methods 
Isolation of thylakoid membranes
Oxygen evolution
ChI fluorescence induction
Flash-induced ChI fluorescence decay kinetics
Thermoluminescence (TL) 
Results
Oxygen evolved 
ChI fluorescence induction
Flash-induced variable fluorescence decay
Thermoluminescence
Discussion
Conclusions
References
Figures captions
CHAPITREill MECHANISM OF INTERACTION OF AL3+ WITH THE PROTEINS COMPOSITION OF PHOTOSYSTEM II
3.1 Résumé de l’article
3.2 Deuxième article scientifique
Abstract
Introduction
Materials and Methods
Thylakoid membrane preparation
Isolation ofPSII submembrane fractions
Oxygen evolution activity measurements
SDS-polyacrylamide gel electrophoresis
Chl fluorescence induction
Low temperature (77 K) chlorophyll fluorescence measurements
Native green gel electrophoresis
FTIR spectroscopic measurements
Analysis of PSII protein secondary structure
Results
Oxygen evolution
PSII polypeptide profile in SDS page electrophoresis
Chl fluorescence induction
Low temperature (77 K) Chl fluorescence emission spectra
Native green gel electrophoresis
FTIR spectra of Al3+-PSII complexes
‘Discussion and Conclusions
References
Figures captions
CHAPITRE IV CHARACTERIZATION OF THE STRUCTURAL CHANGES AND PHOTOCHEMICAL ACTIVITY OF PHOTOSYSTEM 1 UNDER AL3+ EFFECT
4.1 Résumé
4.2 Troisième article scientifique
Abstract
Introduction
Materials and Methods
Isolation ofthylakoid membranes
Isolation of PSI submembrane fractions
Oxygen uptake activity measurements
Fluorescence measurements
Measurements of P700 redox state
Analysis of polypeptide composition of PSI complex by SDS-PAGE
FTIR spectroscopic measurements
Analysis of PSI protein secondary structure
Results
Oxygen uptake rates
Redox state ofP700 
ChI fluorescence emission spectra 
Polypeptide composition of PSI complexes
FTIR spectra of Al3+-PSI complexes
Discussion
Conclusion
References
Figures captions
CHAPITRE V DISCUSSION GÉNÉRALE ET CONCLUSIONS
5.1 Sites d’action d’Al3+ au niveau du PSII et son effet sur l’activité photosynthétique
5.2 Mécanismes d’action d’Al3+sur le PSII 
5.3 Effets de l’Ae+ sur l’activité photochimique et les propriétés structurales du PSI
5.4 Perspectives de recherche

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