Soutenance mémoire
Certains groupes de Diptères, comme les Culicidae, sont responsables des plus grandes endémies. Ils causent des problèmes de santé publique ou de nuisances socio-économiques. Les moustiques présentent un intérêt médical et vétérinaire puisqu’ils sont responsables de la transmission de plusieurs agents pathogènes causant chez l’homme et les animaux plusieurs maladies dont le paludisme qui concerne à lui seul plus de la moitié de la population mondiale (Kaufman et al., 2011). Ils constituent un matériel d’étude très important pour les entomologistes (Boulkenafet, 2006). La plupart des espèces culicidiennes ont un comportement qui diffère d’une région à l’autre dans leur aire de répartition, ce qui influe sur leur rôle vecteur (Hassaine, 2002).
En Algérie, les Culicidés constituent les insectes piqueurs les plus nuisibles aux populations et continuent de transmettre des maladies infectieuses. Des compagnes de démoustication régulières sont menées contre ces insectes à la fois pour l’éradication de ces maladies et la réduction des nuisances au niveau du centre urbain et touristique. L’efficacité de telles luttes, qu’elles soient chimiques ou biologiques, est tributaire de la connaissance de la bioécologie de ces insectes. Les Culicidae présentent des caractères morphologiques généralement nets, permettant d’identifier facilement la famille et d’en donner une bonne description. En revanche, leur regroupement en sous- familles et en genres et en sous genres est beaucoup plus délicat.
Les classifications proposées par Theobald (1901-1910), Neveu- Lemaire (1902), Dyar & Knab (1906) et Alcolk (1911, in Kirkpatrick, 1925), ont subi de nombreuses modifications. Guitsevitch et al. (1974) scindent la famille des Culicidae en trois sous familles : Anophelinae, Culicinae et Toxorhynchitinae. Senevet & Andarelli, dans leurs travaux sur les Culicidae du Nord africain distinguent trois sous–familles: Anophelinae, (Senevet, 1935, 1958; Senevet & Andarelli, 1956); Aedinae, (Senevet & Andarelli 1954, 1963a, 1963b, 1964a, 1964b, 1966) et Culicinae, (Senevet, 1947, 1949, 1954). Nous avons adopté également cette même classification.
Les plus anciens travaux réalisés sur les Culicidés d’Algérie remontent au siècle dernier. Les recherches effectuées ensuite par Clastrier (1941) constituent avec les travaux de Senevet & Andarelli (1954, 1956, 1958, 1959a, 1963a, 1963b, 1964b, 1966), une étape importante dans la connaissance de la faune Culicidienne Algérienne.
Echantillonnage et identification des populations culicidiennes
Méthode adoptée sur le terrain
L’échantillonnage couvre cinq sites différents dans la wilaya de Tébessa et chaque site est divisé en stations. Dans chaque station, cent prélèvements ont été réalisés à l’aide d’une louche de 500 millilitres. Cette dernière est plongée dans l’eau puis déplacée d’un mouvement uniforme en évitant les remous.
Méthode adoptée au laboratoire
Actuellement, seules les larves ayant atteint le quatrième stade font l’objet d’une identification fiable. Les larves une fois récoltées sont triées par espèce, dénombrées et déterminées. Elles sont conservées dans de l’alcool à 70° et regroupées par station. Le tube porte une étiquette indiquant le lieu et la date du prélèvement. Les nymphes sont élevées jusqu’à l’émergence, L’identification est faite également sur l’imago.
Les larves dont les caractères de détermination sont souvent microscopiques, doivent être montées entre lame et lamelle. Elles reçoivent donc un traitement spécial. La technique de préparation est similaire à celle utilisée par Matile (1993). Les larves sont plongées dans une solution de potasse (KoH) à 10 % où elles demeurent pendant 12 à 24 heures jusqu’à l’éclaircissement désiré. Les larves subissent ensuite deux bains de 2 à 3 minutes dans l’eau distillée afin de les débarrasser de la potasse. Elles sont transvasées dans une solution d’alcool absolu pendant 3 minutes, puis dans le toluène pur pendant quelques secondes. A l’aide d’une épingle fine, chaque larve est sectionnée en deux parties sous la loupe binoculaire au niveau de son septième segment abdominal. La partie antérieure est montée sur la face ventrale, le reste du corps est monté latéralement entre lame et lamelle dans une goutte de baume de Canada. La lame doit porter une étiquette sur laquelle la date de prélèvement, le lieu de récolte et l’appellation de l’espèce sont mentionnés. L’observation et la détermination de l’espèce se fait au microscope optique.
Techniques d’identification des Culicidae
La systématique des Culicidae de la région de Tébessa a été étudiée principalement à l’aide de deux logiciels d’identification: de Schaffner et al. (2001) pour les moustiques d’Europe et de Bruhnes et al. (1999) pour les moustiques de l’Afrique méditerranéenne, et une clé dichotomique (Himmi et al., 1995). L’identification de la femelle repose sur la morphologie externe: répartition et couleur des écailles, structure de l’aile et celle de l’extrémité postérieure abdominale permettant la distinction des genres et des espèces. Chez les mâles, la structure et la chétotaxie de l’hypopyguim sont nécessaires pour la détermination du genre et des espèces. Les larves du quatrième stade sont très utilisées dans ce domaine, vu la facilité de leur pêche et leur chétotaxie qui permet l’identification des espèces et des sous-espèces.
Techniques d’élevage
A l’état larvaire
Les œufs et les larves de moustiques sont récoltés des différents sites d’échantillonnages. Les larves sont élevées dans des récipients contenant 150 ml d’eau déchlorurée et nourries avec 0,04 g du mélange biscuit 75% – levure 25% (Rehimi & Soltani, 1999). L’eau est renouvelée chaque deux jour. Le régime alimentaire joue un grand rôle dans la fécondité car les protéines permettent à la femelle de pondre plus d’œufs par rapport aux femelles nourries de sucre seulement (Wigglesworth, 1972). Lorsque les larves atteignent le stade nymphal, elles sont placées dans des récipients et déposées dans des cages où elles se transformeront en adulte.
A l’état adulte
Les adultes de Culicidae sont nourris de raisin sec et de datte. Le repas sanguin, indispensable à la ponte, nécessite l’introduction d’un pigeon dans la cage pendant la nuit.
Inventaire des Culicidae
La liste des espèces de Culicidés recensées dans les sites : El Aouinet, Morssot, Boulhef Dyr, Tébessa ville et Elma Labiod est dressée dans le tableau 7. L’examen des résultats permet de mettre en évidence l’existence de 8 espèces de Culicidae appartenant à une seule sous-famille, celle des Culicinae, où on a noté la présence de trois tribus: la tribu des Aedini est représentée par une seule espèce: Aedes caspius, la tribu des Culicini comprenant un seul genre, celui des Culex avec cinq espèces : Culex pipiens, Culex theileri, Culex hortensis, Culex perexiguus et Culex laticinctus, et enfin la tribu des Culisetini représentée par deux espèces, Culiseta longiareolata et Culiseta annulata.
L’analyse de la composition en espèces de Culicidae dans les différents sites d’étude montre d’abord que chaque milieu présente une particularité faunistique. En effet, d’après le tableau 8, Culex pipiens et Culiseta longiareolata se trouvent dans tous les types de gîte qu’ils soient artificiels ou naturels. De plus, le site Boulhef Dyr est le plus riche en espèces (8 espèces) comparativement aux autres sites où le nombre d’espèce varie entre 2 à 6.
Présentation des espèces inventoriées
Aedes caspius Pallas, 1771
L’espèce est multivoltine, le plus souvent de grande taille (mares, marais, rizières, canaux..) mais parfois de dimensions plus réduites (fossés, puits abandonnés..). Elle est présente dans des gîtes assez variés avec en générale une végétation abondante. L’éclosion différée de quelques œufs fait que les larves peuvent être présentes presque toute l’année dans les gîtes. Les femelles piquent tous les vertébrés à sang chaud, surtout à l’extérieur des habitations. Anthropophiles, elles sont souvent responsables de nuisance, jusque dans les cités éloignées des gîtes larvaires. Les imagos peuvent se déplacer sur plus de 40 km pour rechercher leur repas sanguin. Aedes caspius est vecteur de filaires animales et d’arbovirus (Tahyna, virus de la myxomatose), peut être infecté naturellement par le virus West Nile et dissémine la tularémie (Schaffner et al., 2001). Le siphon de la larve porte une touffe apicale, les épines du peigne siphonique sont implantées régulièrement, la soie antennaire est en touffe et les écailles du 8ème segment sont toutes sans épines médianes . Chez l’adulte, l’extrémité abdominale de la femelle est effilée et le cerque est allongé, les tergites abdominaux claires ornés de deux croissants latéraux .
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Table des matières
1. INTRODUCTION
2. MATERIEL ET METHODES
2.1. Présentation de la région
2.1.1. Situation géographique de la région
2.1.2. Milieu naturel
2.2. Présentation des sites d’étude
2.3. Données climatiques de la région d’étude
2.3.1. Les précipitations
2.3.2. La température
2.3.3. Humidité (%)
2.4. Classification du climat
2.4.1. Diagramme Ombrothermique de Gaussen
2.5. Caractéristiques de l’eau des sites
2.5.1. Potentiel d’Hydrogène (pH)
2.5.2. Oxygène dissous
2.5.3. Conductivité électrique
2.6. Choix des stations d’études
2.7. Echantillonnage et identification des populations Culicidiennes
2.7.1. Méthode adoptée sur le terrain
2.7.2. Méthode adoptée au laboratoire
2.8. Techniques de reconnaissance des Culicidae
2.9. Techniques d’élevage
2.9.1. A l’état larvaire
2.9.2. A l’état adulte
2.10. Indices écologiques
2.10.1. Indices de composition
2.10.2. Indices de structures
2.11. Etude morphométrique
2.12. Extraction et dosage des métabolites
2.12.1. Dosage des protéines totales
2.12.2. Dosage des glucides totaux
2.12.3. Dosage des lipides totaux
2.13. Présentation des insecticides et traitement
2.14. Etude toxicologique
2.15. Prélèvement et morphométrie des ovaires
2.16. Dosage biomarqueurs
2.16.1. Activité de l’acétylcholinestérase
2.16.2. Activité de la glutathion S-transférase
2.16.3. Dosage du glutathion
2.16.4. Dosage du malondialdéhyde
2.16.5. Dosage de la catalase
2.17. Analyse statistique
2.17.1. Analyse factorielle des correspondances
2.17.2. Classification Ascendante Hiérarchique
2.17.3. Analyse de covariance
3. RESULTATS
3.1. Inventaire global des Culicidae
3.2. Présentation des espèces inventoriées
3.3. Analyse de la répartition des espèces
3.3.1. Analyse factorielle des correspondances
3.3.2. Classification Ascendante Hiérarchique
3.3.3. Effet des facteurs abiotiques sur l’abondance et la richesse spécifique (analyse de la covariance)
3.3.4. Indices écologiques
3.4. Caractérisation morphométrique et biochimique des espèces inventoriées
3.4.1. Croissance linéaire des espèces inventoriées
3.4.2. Croissance pondérale des espèces inventoriées
3.4.3. Composition biochimique des stades post-embryonnaires
3.5. Essai insecticide à l’égard de Culiseta longiareolata et Culex pipiens
3.5.1. Essai insecticide à l’égard de Culiseta longiareolata
3.5.2. Essai insecticide à l’égard de Culex pipiens
3.6. Impact du spiromesifene sur les biomarqueurs
3.6.1. Effet du spiromesifène sur l’activité spécifique de l’acétylcholinestérase
3.6.2. Effet du spiromesifène sur le taux du GSH
3.6.3. Effet du spiromesifène sur l’activité spécifique de la glutathion S- transférase
3.6.4. Effet du spiromesifène sur le taux du malondialdéhyde
3.6.5. Effet du spiromesifène sur l’activité spécifique de la catalase
3.7. Impact du spiromesifène sur la croissance
3.7.1. Anomalies morphologiques
3.7.2. Croissance pondérale
3.7.3. Croissance linéaire
3.8. Impact du spiromesifène sur la reproduction
3.8.1. Effet sur la morphométrie de l’ovaire
3.8.2. Effet sur la morphométrie des testicules
3.8.3. Effet sur la biochimie ovarienne
3.8.4. Effet sur la biochimie testiculaire
4. DISCUSSION
4.1. Etude taxonomique
4.2. Indices écologiques
4.3. Caractérisation morphométrique des espèces
4.4. Caractérisation biochimique des espèces
4.5. Essai insecticide
4.6. Effets du spiromesifène sur les biomarqueurs
4.6.1. Effet du spiromesifène sur l’activité spécifique de l’AChE
4.6.2. Effet du spiromesifène sur le taux de GSH
4.6.3. Effet du spiromesifène sur l’activité spécifique de la GST
4.6.4. Effet du spiromesifène sur le taux du MDA
4.6.5. Effet du spiromesifène sur la catalase
4.7. Impact du spiromesifène sur la croissance
4.8. Impact du spiromesifene sur la morphométrie des gonades
4.9. Impact du spiromesifène sur la biochimie des gonades
5. CONCLUSION
