INTERET DES BIOMARQUEURS DANS LE CANCER DU COL DE L’UTERUS

CLASSIFICATION BASEE SUR LA SEQUENCE GENOMIQUE

          Les Papillomavirus sont des virus très anciens dont le génome est resté remarquablement stable au cours de l’évolution. Ils ont été mis en évidence par des techniques de biologie moléculaire au milieu des années 1970 (Gissmann et Zur Hausen, 1976; Orth et al., 1977). Initialement classés dans la famille des Papovaviridae, les Papillomavirus ont ensuite été classés dans la famille des Papillomaviridae depuis 2003 (Figure 3). Ces virus ont évolué parallèlement à l’hôte qu’ils infectent et sont spécifiques de leur hôte. A ce jour, on dénombre 189 Papillomavirus retrouvés au sein de nombreuses espèces animales : ovins, bovins, primates, canidés, équidés, rongeurs, oiseaux, etc. 124 génotypes ont été mis en évidence chez l’Homme (Bernard et al., 2010). Leur classification actuelle se base sur les identités de séquence nucléotidique du gène L1, codant pour la protéine majeure de la capside et qui est la séquence génomique la mieux conservée entre tous les Papillomavirus. Les PVH se répartissent dans les genres alpha-, beta-, gamma-, mu- et nu-Papillomavirus. Ces genres se subdivisent en espèces qui présentent 60 à 70% d’identité de séquence sur L1 et sont numérotés à l’aide d’un chiffre arabe (de 1 à 15). Un nouveau type de PVH est défini par le séquençage de L1 et doit présenter une divergence de plus de 10% avec la séquence L1 du type connu le plus proche génétiquement. Une différence de 2 à 10% définit l’appartenance à un sous-type et une différence de moins de 2% définit un variant. Un seul changement nucléotidique suffit à définir un variant. Les variants sont répertoriés et classés selon leur localisation géographique suggérant donc une co-évolution de l’hôte et du virus. La Figure 3 présente l’arbre phylogénique de 118 génotypes de Papillomavirus humains. Une mise à jour de cet arbre a été faite en 2010 avec 189 génotypes ce qui rend la représentation  graphique difficilement lisible (de Villiers et al., 2004; Bernard et al., 2010). L’étude de la diversité génétique des PVH a révélé l’existence de plusieurs variants pour le génotype 16 : variants européens (E), asiatiques (As), asiatico-américains (AA), nord-américains (NA), africains 1 (Af1) et africains 2 (Af2) (Nindl et al., 1999). Une classification phylogénétique basée sur le séquençage de l’oncogène E6 et de la région non codante LCR (Long Control Region) a récemment permis de distinguer 9 variants PVH-16 (E, As, Af1a, Af1b, Af2a, Af2b, NA, AA1 et AA2) (Cornet et al., 2012 ; Pimenoff et al., 2017).

REPONSE HUMORALE

         La réponse immunitaire humorale se traduit par la production d’anticorps qui sont dirigés contre les protéines de structures du virus, L1 et L2, et s’opposent à la pénétration des virus dans les kératinocytes cibles. Ce sont les lymphocytes B, aidés par les lymphocytes CD4 qui sont responsables de la production d’anticorps (Figure 7). La réponse immunitaire humorale du tractus génital féminin associe une synthèse locale à une transsudation d’immunoglobulines depuis le plasma. Ainsi le terme de système immun mixte, muqueux et systémique, pourrait être proposé pour définir le système immun génital féminin. Les anticorps anti PVH sont davantage le reflet d’une infection naturelle que véritables acteurs capables de lutter contre l’infection. En effet ces anticorps sont synthétisés tardivement, 6 à 12 mois après une infection persistante, et seulement 72% des femmes infectées de manière persistante par PVH-16 ou 18 vont synthétiser des anticorps. Ces anticorps transsudent du sérum vers les sécrétions cervicales à une concentration dix à vingt fois plus faible (Monsonego, 2007). Les anticorps peuvent persister longtemps, dix à vingt ans, mais à un taux faible. L’absence de virémie est en partie responsable de cette faible réponse humorale. En effet, le virus ne circulant pas dans le sang (car il est pris directement en charge par les cellules de langerhans), la stimulation des lymphocytes B est faible ce qui conduit à un faible taux d’anticorps et peu de cellules mémoires (Emile, 2009). Les anticorps responsables de l’immunité humorale naturelle ne jouent donc aucun rôle dans le contrôle des infections déjà établies ou l’évolution des lésions, ils ont peu d’impact sur une réinfection ultérieure par le même virus (Emile, 2009).

ANATOMOPATHOLOGIE DU CANCER DU COL DE L’UTERUS

         Il existe une classification anatomique des cancers du col utérin distinguant les différents types anatomopathologiques. Carcinomes épidermoïdes Ils représentent 80 à 95% des tumeurs malignes du col utérin. Ils se développent à partir de la muqueuse malpighienne exocervicale et se présentent sous deux formes :
– Les carcinomes épidermoïdes invasifs, dont il existe plusieurs types : kératinisant, non kératinisant, verruqueux, condylomateux, papillaire transitionnel, lymphoépithélial. Ce sont les plus répandus.
– Les carcinomes épidermoïdes micro-invasifs qui correspondent aux stades infracliniques Ia1 et Ia2 (classification FIGO).
Adénocarcinomes : Ils sont moins fréquents mais apparaissent en augmentation relative dans certaines séries. Ils se développent à partir de la muqueuse glandulaire endocervicale, ils peuvent également être exophytiques ou infiltrant, et dans 15 à 20% des cas, la lésion n’est pas visible macroscopiquement.
Tumeurs rares : Les mélanomes et les sarcomes du col sont des lésions rares dont le pronostic est globalement mauvais. Devant un cancer du col, l’évaluation de son degré d’extension permet d’établir son stade FIGO. L’évaluation de ce stade permet une évaluation pronostique importante des cancers du col, c’est le facteur pronostique indépendant le plus important. Cette stadification est fondée sur l’examen clinique et le bilan paraclinique, appréciant l’envahissement local. Elle ne peut tenir compte de l’envahissement ganglionnaire qui reste le deuxième facteur pronostique.

IMMUNODÉPRESSION

      Les lésions cervicales précancéreuses et le cancer du col utérin sont considérés comme plus aggravées et progressent rapidement chez les patientes immunodéprimées. En Afrique subsaharienne, le cancer du col utérin est une épidémie intersectant le VIH et la deuxième cause de mortalité liée au cancer chez les femmes. La prévalence élevée de lésions  cervicales précancéreuses chez les partenaires masculins et féminins infectés par le VIH contribue à la transmission du VIH (Huchko et al. 2014). Les femmes infectées par le VIH sont plus susceptibles de contracter simultanément papillomavirus humain (PVH), agent causal du cancer du col utérin. Certaines études suggèrent que l’infection à VIH est associée à la progression rapide des lésions prémalignes cervicales induites par le PVH (Sherris et al., 2009). Des études antérieures ont recommandé la nécessité d’un dépistage du cancer du col utérin chez les femmes infectées par le VIH en raison de l’incidence et de la prévalence accrues de la CIN et du cancer invasif du col utérin chez les personnes vivant avec le VIH / sida. Cependant, plusieurs de ces études ont suggéré qu’un test de dépistage visuel soit utilisé pour détecter les lésions précancéreuses du col utérin, en particulier dans les pays à faibles revenus (Megan et al., 2014).

Table des matières

INTRODUCTION GENERALE
CHAPITRE I 
I.1. LES PAPILLOMAVIRUS HUMAINS
I.1.1 PROPRIETES GENERALES
I.1.1.2. CLASSIFICATION DES PVH
I.1.1.2.1. CLASSIFICATION BASEE SUR LA SEQUENCE GENOMIQUE
I.1.1.2.2. CLASSIFICATION BASEE SUR LE TROPISME DES PVH
I.1.1.2.3. CLASSIFICATION BASEE SUR LE POTENTIEL ONCOGÈNE
I.1.1.3. INTEGRATION DE L’ADN DES PAPILLOMAVIRUS HUMAINS A RISQUE AU GENOME DES CELLULES CANCEREUSES
I.1.2. L’INFECTION GÉNITALE À PVH
I.1.2.1. MODE DE TRANSMISSION
I.1.2.1.1 TRANSMISSION SEXUELLE
I.1.2.1.2. AUTRES MODES DE TRANSMISSION
I.1.2.2. APPARITION DE L’INFECTION
I.1.2.3. ÉVOLUTION DES LESIONS PRECANCEREUSES AU CANCER
I.1.2.4. REPONSE IMMUNITAIRE A L’INFECTION PAR HPV
I.1.2.4.1. REPONSE HUMORALE
I.1.2.4.2. REPONSE CELLULAIRE
I.1.2.4.3. ECHAPPEMENT A LA REPONSE IMMUNITAIRE
I.2. LE CANCER DU COL DE L’UTERUS
I.2.1. ANATOMIE DU PELVIS FÉMININ
I.2.1.1. LE VAGIN
I.2.1.2. L’UTERUS ET LE COL DE L’UTERUS
I.2.1.3. LA JONCTION PAVIMENTO-CYLINDRIQUE
I.2.1.4. LES EPITHELIUMS DU COL DE L’UTERUS
I.2.1.5. METAPLASIE PAVIMENTEUSE ET ZONE DE REMANIEMENT
I.2.2. CLASSIFICATION DES LESIONS
I.2.2.1. LES LESIONS HISTOLOGIQUES CERVICALES
I.2.2.2. ANATOMOPATHOLOGIE DU CANCER DU COL DE L’UTERUS
I.2.3. EPIDÉMIOLOGIE DU CANCER DU COL DE L’UTÉRUS
I.2.3.1. SITUATION MONDIALE DU CANCER DU COL
I.2.3.2. SITUATION DU CANCER DU COL EN AFRIQUE
I.2.3.3. SITUATION DU CANCER DU COL AU SENEGAL
I.2.4. LES COFACTEURS DE LA CARCINOGENÈSE
I.2.4.1. LE TABAC
I.2.4.2. CONTRACEPTION HORMONALE
I.2.4.3. AGE
I.2.4.4. HAUTE PARITE
I.2.4.5. AGE AU PREMIER RAPPORT SEXUEL
I.2.4.6.IMMUNODÉPRESSION
I.2.4.7. PREDISPOSITION GENETIQUE
I.2.5. PREVENTION
I.2.5.1. LA PRÉVENTION PRIMAIRE OU VACCINATION
I.2.5.1.1.. LA VACCINATION PROPHYLACTIQUE
I.2.5.1.2. SYSTÈME ET PROGRAMMES DE VACCINATION ANTI-PVH
I.2.5.2. LA PRÉVENTION SECONDAIRE OU DEPISTAGE
I.2.5.2.1.. DÉPISTAGE CYTOLOGIQUE DU CANCER DU COL
I.2.5.2.1.1. FROTTIS CERVICO-VAGINAL
I.2.5.2.1.1.1. FROTTIS CONVENTIONNEL
I.2.5.2.1.1.2. FROTTIS EN COUCHE MINCE
I.2.5.2.1.1.3. EFFICACITE DES FROTTIS
I.2.5.2.1.2. LES METHODES VISUELLES
I.2.5.2.2. DEPISTAGE VIROLOGIQUE
I.2.5.2.2.1. DETECTION DE L’ADN DES PAPILLOMAVIRUS HUMAINS
I.2.5.2.2.1.1. LE TEST HYBRID CAPTURE 2® (QIAGEN/DIGENE)
I.2.5.2.2.1.2. AMPLICOR HPV TEST ® (ROCHE DIAGNOSTICS)
I.2.5.2.2.2. GENOTYPAGE DES PAPILLOMAVIRUS HUMAINS
I.2.5.2.2.2.1. PCR ET REVELATION PAR HYBRIDATION INVERSE
I.2.5.2.2.2.2 PCR ET PUCES A ADN
I.2.5.2.2.2.3. TECHNOLOGIE LUMINEX®
I.2.5.2.2.2.4. QUANTIFICATION DE L’ADN HPV
I.2.5.2.2.3. DOSAGE DES ARN E6/E7
I.2.5.2.2.3.1. NUCLISENS EASY Q® HPV (BIOMÉRIEUX)
I.2.5.2.2.3.2. APTIMA® HPV ASSAY (GENPROBE)
I.2.5.2.2.4. APPLICATION AUX CANCERS DU COL DE L’UTÉRUS
1.2.5.3. LA PREVENTION TERTIAIRE
1.2.5.3.1. FUTURS VACCINS THÉRAPEUTIQUES
I.2.6. PRISE EN CHARGE THERAPEUTIQUE DES FROTTIS ANORMAUX
I.2.6.1. PRISE EN CHARGE THERAPEUTIQUE DES CIN (FIGURE 13)
I.2.6.1.1. LESIONS HISTOLOGIQUES MALPIGHIENNES DE BAS GRADE (LESIONS DE CIN1, HPV ET CONDYLOMES PLANS)
I.2.6.1.2. LESIONS HISTOLOGIGUES MALPIGHIENNES DE HAUT GRADE (LESIONS DE CIN 2 ET 3)
I.2.7. PRISE EN CHARGE THERAPEUTIQUE DES CANCERS
I.2.7.1. STADES PRECOCES FIGO IA1
I.2.7.2. FIGO IA2
I.2.7.3. FIGO IB/IIA
I.2.7.4. STADE INTERMEDIAIRE FIGO IIB
I.2.7.5. STADES AVANCES FIGO III ET IV
I.2.8. METHODES THERAPEUTIQUES
I.2.8.1. CRYOTHERAPIE
I.2.8.2. RESECTION A L’ANSE DIATHERMIQUE
I.2.8.3. VAPORISATION LASER
I.2.8.4. RADIOTHERAPIE
I.2.8.5. CHIMIOTHERAPIE
I.3. L’IMMUNOMARQUAGE DE LA PROTÉINE P16INK4A ET DU KI-67 
I.3.1. IMMUNOMARQUAGE DE LA P16INK4A
I.3.1.1. PHYSIOPATHOLOGIE
I.3.1.2. UTILISATION DE LA PROTEINE P16INK4A COMME MARQUEUR PREDICTIF DES PROGRESSIONS DES CIN1
I.3.1.3. UTILISATION DE LA P16INK4A EN IMMUNOCHIMIE DANS LE TRI DES FROTTIS ASC-US OU LSIL POUR LE DIAGNOSTIC DE HSIL
I.3.2. IMMUNOMARQUAGE DE LA PROTÉINE KI-67
I.3.2.1. PHYSIOPATHOLOGIE
I.3.2.2. UTILISATION DE LA PROTÉINE KI-67 COMME MARQUEUR PREDICTIF DE PROGRESSION DES CINS
I.3.2.3. LA DÉTECTION IMMUNOCYTOCHIMIQUE COUPLÉE P16/KI67
CHAPITRE II : DEPISTAGE DU CANCER DU COL DE L’UTERUS DANS LA REGION DE DAKAR : PREVALENCE ET CORRELATION AVEC LES PARAMETRES BIOLOGIQUES ET SOCIODEMOGRAPHIQUES.
INTRODUCTION
II.1. METHODOLOGIE
II.1.1. PATIENTES ET PRÉLÉVEMENTS
II.1.2. ANALYSES AU LABORATOIRE
II.1.2.1. FROTTIS CONVENTIONNEL DIT DE PAPANICOLAOU
II.2.2. LA COLPOSCOPIE
II.1.2.3. HISTOLOGIE ET FROTTIS DE CONTROLE
II.1.2.4. ANALYSES STATISTIQUES
II.3. RESULTATS ET DISCUSSION
II.2.1. RESULTATS
II.2.1.1. CARACTÉRISTIQUES SOCIODÉMOGRAPHIQUES
II.2.1.2. CYTOLOGIE
II.2.1.3. HISTOLOGIE ET COLPOSCOPIE
II.2.1.4. CORRÉLATION MULTIVARIÉE DES DIFFÉRENTES VARIABLES AVEC LES RÉSULTATS DE LA CYTOLOGIE
II.2.1.5. PERSISTANCE, PROGRESSION ET RÉGRESSION DU LSIL
II.2.2. DISCUSSION
CONCLUSION
CHAPITRE III : LES BIOMARQUEURS MOLÉCULAIRES DANS LE DIAGNOSTIC DU CANCER DU COL DE L’UTÉRUS CHEZ DES PATIENTES SÉNÉGALAISES, CORRÉLATION AVEC LES COFACTEURS
INTRODUCTION
III.1. METHODOLOGIE
III.1.2. PATIENTES ET PRÉLÉVEMENTS
III.1.3. DÉTECTION ET GÉNOTYPAGE DU VPH
II.1.4. TECHNIQUE DE COLORATION HISTOLOGIQUE
III.1.5. COLORATION IMMUNOHISTOCHIMIQUE POUR L’EXPRESSION DE P16INK4A ET KI-67
III.1.6. ANALYSES STATISTIQUES
III.2. RESULTATS ET DISCUSSION
III.2.1 RESULTATS
III.2.1.1. ASSOCIATION ENTRE L’EXPRESSION DE P16INK4A ET KI-67 AVEC LES CARACTÉRISTIQUES SOCIODÉMOGRAPHIQUES
III.2.1.2. ASSOCIATION ENTRE L’EXPRESSION DE P16INK4A ET KI-67 AVEC LE GRADE DE LA LÉSION CERVICALE
III.2.1.3. CORRÉLATION ENTRE LE NIVEAU D’EXPRESSION DE P16INK4A ET KI-67 AVEC LE GRADE DE LA CIN
III.2.1.4. ASSOCIATION ENTRE L’EXPRESSION DE LA P16INK4A ET DU KI-67 AVEC LE STATUT HR-HPV
III.2.2. DISCUSSION
CONCLUSION
CONCLUSION GENERALE
REFERENCES BIBLIOGRAPHIQUES
ANNEXES

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