Interaction des cycles géochimiques des métaux et métalloïdes : impact du fer et du manganèse en contexte contaminé

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Interactions biophysiques

Les interactions biophysiques dans les milieux poreux ont été majoritairement étudiées et largement reprises dans la littérature (Or et al., 2007 ; Martinho et al., 2013 ; Tecon et Or, 2017) à l’échelle régionale ou locale mais par techniques intrusives avec des expériences en batch ou colonne. Plusieurs études ont couplé des approches de caractérisation hydrique et hydrodynamique de rétention en eau des sols, de vitesses d’écoulement, de caractérisation des films aqueux à l’échelle du pore (Figure I.14 et Figure I.15) avec des analyses microbiologiques et génomiques très utilisées en écologie mais sans toutefois prendre en compte le paramètre d’observation spatiale in situ. Des techniques d’étude de la biomasse en 2D sur lame mince ont permis d’apporter des informations de localisation des bactériens au sein de la structure du sol (Nunan et al., 2003). L’apport de la micro-tomographie et des approches micro-fluidiques ont permis de franchir une étape supplémentaire dans le changement d’échelle vers des niveaux de résolution adéquats pour l’observation et la quantification de processus microbiologiques in situ. De nombreux travaux ont été réalisés concernant la localisation des films aqueux dans la porosité (Tippkötter et al., 2009) .

Interactions biogéochimiques

Du point de vue du transport de matière, les bactéries ont été longtemps considérées assimilables à des particules colloïdales (Causse 2009) (µm) et par conséquent capables d’être transférées avec les déplacements d’eau. Leur réactivité est aujourd’hui largement étudiée et participe aux processus responsables de leur distribution (Young et al., 2008). Les microorganismes du sol sont répartis dans des micro-habitats au sein de la porosité du sol mais ils sont également des acteurs de la création de ce réseau, en interaction avec les différents constituants du sol, organiques et minéraux (Pronk et al., 2012). Il existe donc de nombreuses interfaces possibles dans les sols. Les interactions possibles de tous ces constituants sont contrôlées par la matière organique des sols, lorsque celle-ci est présente en quantité suffisante, par adsorption, complexation ou substitution. Certaines études ont d’ailleurs montré que, dans certains cas, la matière organique et le rapport C/N contrôlent les diversités microbiennes à grande échelle (Kuramae et al., 2012). Les interfaces biogéochimiques sont des zones de catalyse liées aux activités métaboliques, encore mal comprises. Les résolutions de processus sont encore mal connues bien que de nombreuses échelles fassent l’objet d’analyses poussées (Totsche et al., 2010), bien que certains auteurs estiment que l’échelle de compréhension des processus se situe entre le micromètre (taille de bactéries) et l’échelle du biofilm (centaine de µm). Le paramètre de temps est également important pour comprendre le développement d’un biofilm, son activité et sa capacité de catalyse et d’adaptation.
Si la localisation de matière organique et l’étude des conditions biochimiques à grande échelle permettent de définir des micro-habitats favorables à un temps t, il est important d’étudier des systèmes en conditions non statiques pour comprendre les remaniements de structure et la localisation des bactéries au sein du réseau poreux. En effet, si tout micro-habitat potentiel n’est pas exploité par la biomasse, ceci dépend peut-être des différentes conditions de circulation et d’apport de nutriments dans les différents micro-habitats au sein de la porosité. Borer et al. (2018) mettent en évidence une compétition entre des espèces aérobies et anaérobies en condition de circulation au sein d’un réseau poreux. Plus la connectivité du milieu est réduite, plus la diffusion d’oxygène et nutriment est diminuée et plus les espèces anaérobies deviennent dominantes.
Le défi en termes d’approche et de compréhension de ces interfaces biogéochimiques réside dans la complexité des sols et de l’échelle d’investigation. Des approches couplées sur des expériences en batch ou sur colonnes ont permis de distinguer les effets microbiens et physico chimiques en sélectionnant et simplifiant les systèmes. Le défi de compréhension des interfaces biogéochimiques nécessite de mieux comprendre les dynamiques de diversité, fonctionnement et structuration des microorganismes à la base des processus de régulation/transformation des cycles de nutriments et contaminants (Totsche et al., 2010).

Microorganismes et conditions géochimiques

Les métabolismes microbiens sont contraints par les variations de potentiel redox, contrôlant les échanges entre espèces chimiques donneurs et accepteurs d’électrons (Figure I.19 (Gobat et al., 2010). Ces variations sont responsables de modifications des métabolismes au cours du temps, du simple changement d’activité au sein d’une communauté à la sélection de types de microorganismes adaptés à ces changements. Ceci dépend du temps de renouvellement des biofilms et de la durée de fluctuation des valeurs de potentiel redox dans le système (De Angelis et al., 2010). Les microorganismes sont capables d’interagir avec les métaux comme le fer et le manganèse. Certaines bactéries sont capables d’oxyder ces éléments par différents fonctionnements métaboliques, comme les bactéries ferro-oxydantes en conditions aérobies (Figure I.19).
L’étude du potentiel redox reste complexe pour des études sur site en raison de la sensibilité des méthodes utilisées, fortement dépendantes de paramètres fluctuants comme la température et les teneurs en oxygène (Husson, 2013).
Les approches expérimentales en conditions contrôlées permettent de mettre en place de telles instrumentations. Ces mesures, couplées à des analyses de suivi du développement bactérien et des espèces en solution, peuvent apporter des éléments de réponse quant aux processus majeurs de régulation des microenvironnements des microorganismes ou biofilms. Deng et al. (2013) étudient ainsi par un suivi en micro modèle les évolutions des conditions aérobies dans un système en fonction de la diffusion d’O2 et d’inhibiteurs. Il peut donc être intéressant d’étudier la hiérarchisation des processus pour comprendre si les bactéries sont capables de modifier leur environnement hydrogéochimique proche, à plus large échelle, et dans quelle mesure. Comme cela a été étudié dans les zones de porosité inter- et intra -agrégat (formation des agrégats par réaction avec les constituantes des sols, floculation, colloïdes, complexes organo-minéraux).

Localisation microorganismes et matière organique

De nombreuses études ont montré l’impact des quantités et de la composition de la matière organique des sols (MOS) sur l’activité microbienne, sur des sols différents, en présence de litières et d’apports de matière variées. L’étude de la biomasse a d’ailleurs longtemps constitué un indicateur de la dynamique de transformation de la matière organique par sa capacité de réponse rapide à des modifications de composition ou selon les différents types de sols et leur teneur en eau. Ces travaux ont donné lieu à plusieurs hypothèses quant à la répartition des microorganismes dans le réseau poreux par rapport à la répartition des sources de matière organique. Certains auteurs voient les sources de matière organique comme paramètre prépondérant de l’installation des biofilms. Cependant, tout micro-habitat potentiel n’est pas exploité (Tecon et Or, 2017).
Si la localisation de matière organique et l’étude des conditions biochimiques à grande échelle permettent de définir des micro-habitats favorables à un instant t, il est important d’étudier des systèmes en conditions non statiques à plus petite échelle pour comprendre les remaniements de structure et la localisation des bactéries au sein du réseau poreux. En effet, si tout micro- habitat potentiel n’est pas exploité par la biomasse, ceci peut dépendre des différentes conditions de circulation et d’apport de nutriments dans les différents micro-habitats au sein de la porosité. Borer et al. (2018) ont mis en évidence une compétition entre des espèces aérobies et anaérobies en condition de circulation au sein d’un réseau poreux. Plus la connectivité du milieu est réduite, plus la diffusion d’oxygène et de nutriments est diminuée et plus les espèces anaérobies deviennent dominantes. Ces observations sont cohérentes avec une échelle supérieure et les travaux de Zhou et al. (2002) sur les différents compartiments de sol de surface, sub-surface (zone non saturée) et sous-sol, avec une différence de structure de communautés microbiennes selon les teneurs en carbone des différents sols étudiés. Les auteurs observent une diversité diminuant le long du profil de sol, entre les zones de surface, sub-surface et sous-sol, dans des sols de faibles concentrations en carbone. Ceci indique une augmentation de la diversité microbienne dans les zones insaturées, comme retrouvé dans la littérature et développé plus haut. Cependant, dans les sols de fortes concentrations en carbone, les variations de la diversité observées sont moins marquées le long du profil de sol (Figure I.20).

Interfaces biofilms-cycle géochimiques des éléments traces

De nombreuses études ont montré que la contamination en éléments traces et/ou en polluants organiques peut fortement influer sur les écosystèmes et notamment sur les populations bactériennes et fongiques du sol (Chodak et al., 2013 ; Golebiewski et al., 2014 ; Epelde et al., 2015). Cette contamination peut conduire à favoriser certaines populations (avec une résilience plus élevée) par rapport à d’autres et par conséquent influer sur la biomasse du sol. Il est également reconnu que certaines bactéries utilisent les éléments traces dans leur cycle, et de ce fait, influencent leur spéciation dans le sol. Certaines populations ont évolué en développant des mécanismes de résistance aux éléments traces tels que le piégeage extra ou intracellulaire, ou encore l’exclusion (Nies, 2003 ; Hobman et al., 2007).
Les teneurs et la spéciation en éléments traces dans les sols induisent des changements quantitatifs et qualitatifs des micro-organismes présents dans les sols. La biomasse microbienne totale peut être réduite par action directe des éléments traces sur le métabolisme enzymatique des organismes ou modification de leur environnement chimique (Schneider, 2016).
Cependant, les bactéries peuvent également interagir directement ou indirectement avec les métaux et métalloïdes ou modifier les conditions d’équilibre de leur microenvironnement et modifier ainsi les interactions des cycles géochimiques des éléments, d’autant en plus en contexte contaminés où comme nous l’avons vu avec l’oxydation direct de As(III) en As(V), l’oxydation de Cr(III) en Cr(VI) par l’oxydation du manganèse (cf I. B.4). Il est donc important de comprendre le poids de l’activité bactérienne dans les processus à l’origine de cette variabilité de leur microenvironnement (redox-pH), en condition analogues à un site naturel, pour comprendre la hiérarchisation des processus en place à l’échelle des biofilms.

Adaptation des biofilms à leur micro-habitat

Les biofilms bactériens jouent un rôle capital pour les fonctions des sols et leurs propriétés. Leur fonctionnement, et avant tout leur survie dans le sol, dépend d’adaptations métaboliques leur permettant de gérer la contrainte majeure de la zone non saturée : la teneur en eau fluctuante et les cycles d’humectation-dessiccation. De nombreuses études s’accordent à dire que le mode de développement et de répartition préférentielle des bactéries se traduit par l’adhésion des bactéries aux phases solides et entre elles, entrainant dans des conditions optimales la mise en place de colonies jusqu’à l’installation d’un biofilm. Ces développements sont possibles via l’adaptation du métabolisme bactérien à l’origine de sécrétions d’exo-polysaccharides (EPS) par des bactéries (Wildenschild et Sheppard, 2013). Ces secrétions sont plus nombreuses en réponse au stress hydrique, permettant ainsi un ancrage et un maintien de l’état d’hydratation (Or et al., 2007).
Ces phénomènes sont d’autant plus présents en conditions insaturées ou les teneurs en eau très aléatoires ne permettent pas toujours aux organismes planctoniques de survivre et de se développer. Les variations de teneurs en eau entrainent des modifications des communautés, avec une adaptation de la motilité des organismes. Plusieurs études se sont concentrées sur les adaptations des cellules à la suite de variations du potentiels matriciel de l’eau au sein du sol afin d’observer leur comportement en contexte de stress hydrique, osmotique et mécanique (Potts, 2005 in Or et al., 2007). Certaines bactéries migrent ainsi par adaptation de leur système de motilité associé à des flagelles (Kearns et al., 2010). Des auteurs ont également observé des adaptations métaboliques avec des modifications permettant à des bactéries hydrophobes de devenir hydrophiles en contexte de phase stationnaire, ou encore de s’agréger, s’adaptant ainsi aux conditions hydriques du milieu (Gargiulio et al., 2008). Le développement et la répartition des biofilms sont directement liés à l’hydratation du système et donc à la répartition des films aqueux, sources de nutriments pour les micro-organismes. Ces conditions sont également responsables de la diversification des communautés microbiennes et de leur adaptation au cours des cycles de dessiccation / humectation de certains micro-habitat non connectés qui en période d’humectation sont reconnectés et participent à la compétition ou adaptation des espèces présentes. Les paramètres physiques du sol (porosité, en particulier sa connectivité et perméabilité) dont dépendent directement les conditions hydrodynamiques (vitesses d’écoulement, diffusion de nutriments et de gaz) sont donc en lien très étroit avec le fonctionnement de ces biofilms bactériens et ont été beaucoup étudiés. La structuration du biofilm à l’échelle du pore conditionne les nombreuses fonctions du sol auxquelles ils contribuent (Krause et al., 2014) (Figure I.21). L’activité des biofilms rayonne donc au travers de nombreuses fonctions biogéochimiques dans les sols. Il est essentiel de comparer ces fonctionnements étudiés avec des conditions de contamination afin d’observer les modifications de cette phase biologique des sols.

Matériel et méthodes

Le dispositif expérimental

Un banc expérimental composé de plusieurs colonnes (Ø 0,8 cm H 5 cm) a été mis en place en respectant les conditions suivantes :
– L’apport de solution à la partie supérieure des colonnes est contrôlé ;
– Le degré de saturation du massif poreux peut être maintenu constant tout au long de l’expérimentation grâce, en particulier, au contrôle de la valeur de succion appliquée à la base de chaque colonne. Ceci permet de créer un système dynamique, avec un fonctionnement hydrodynamique propre selon l’état de saturation (allant d’un état saturé à un état insaturé) ;
– Le banc permet de réaliser en parallèle des expériences faisant varier le degré de saturation des massifs poreux et d’imposer une condition ou modalité biotiques ou abiotiques de ces mêmes massifs poreux ;
– La taille des colonnes doit permettre d’obtenir une image suffisamment résolue pour l’observation en micro tomographie à rayon X ;
– Les colonnes peuvent héberger des massifs poreux permettant le développement de populations bactériennes issues de consortia naturels, naturellement présents et adaptés aux conditions du site naturel sélectionné pour l’étude ;
– Le banc permet d’effectuer des prélèvements et des mesures à la base des colonnes afin d’échantillonner la solution ayant percolé dans le massif poreux.
Le montage qui remplit ces conditions se compose de quatre lignes en parallèle adaptées de (Gargiulo et al., 2008) (Figure II.1). Ces quatre colonnes représentent les quatre modalités de l’expérience (saturées abiotiques, saturées biotiques, insaturées abiotiques et insaturées biotiques) (cf. chapitre 3). Chaque colonne est alimentée par un réservoir, la solution étant à la pression atmosphérique via une prise d’air filtré à 0,20 µm. La solution circule via une pompe péristaltique à micro débit (Reglo digital, Ismatec) dans le circuit. L’apport de la solution en tête de colonne est contrôlé via un goutte à goutte dont on s’assure de la régularité. Pour maintenir la succion et l’état hydrique stable dans la colonne, une prise d’air permet de dissocier l’alimentation de la colonne du reste du circuit. Le débit d’entrée reste donc constant et le système de succion gère la valeur du potentiel de l’eau dans la colonne et par voie de conséquence, le degré de saturation qui en résulte dans la colonne.
Les colonnes sont fabriquées à partir de seringues en polypropylène (colonne de chromatographie, SPE de 0,8 cm de diamètre, sans filtre, Fisher Scientifique). Ce choix a été réalisé en raison des contraintes analytiques, le matériau devant présenter une faible absorbance aux rayons X pour l’acquisition d’image en micro-tomographie à rayons X (µCT rayons X) ainsi que des dimensions permettant d’atteindre une taille de voxel suffisante (5,4 µm) pour obtenir une résolution d’environ 10 µm adaptée à la visualisation des biofilms (Ivankovic et al., 2016). Le massif poreux est maintenu dans la colonne par une membrane (Viel, 2016) localisée en bas de colonne afin d’éviter que la colonne ne se vide sous le seul poids des particules composant le milieu poreux.
Des vannes trois voies sont placées en sortie de colonne pour conserver au mieux les propriétés chimiques de la solution lors des prélèvements. Ces vannes permettent également d’effectuer la maintenance des sondes (cf. ci-dessous) sans déconnecter celles-ci et ainsi limiter la contamination extérieure de tout le dispositif.
Les électrodes de mesure et de référence (Unisense, micro électrode de platine Ag/AgCl) sont connectées à la suite des vannes trois voies. Les électrodes de mesure dans des cellules de circulation en « T » sont reliées aux électrodes de référence montées dans une cellule de polypropylène fabriquée au laboratoire (Figure II.2). Les sondes sont donc disposées à la suite les unes des autres sur chacune des lignes (a, b, c et d) dans l’ordre suivant : sonde redox – électrode de référence – sonde pH – électrode de référence. Les électrodes ont été calibrées selon le protocole du fournisseur Unisense dans des solutions tampons de pH = 4,01 et 7,00 pour les électrodes pH, et dans une solution de calibration saturée en hydroquinone 98% (Sigma Aldrich) pour les électrodes redox.
Les signaux sont transmis à un ordinateur (logiciel SensorTraceSuite, Unisense) via des amplificateurs de signaux. Les signaux sont enregistrés en continu tout au long de l’expérimentation à un pas de temps de 30 minutes. La sortie de chaque ligne (lignes 1, 2, 3 e 4) se fait via un exutoire en verre fabriqué sur mesure (verrerie Dumas). Cet exutoire fonctionne comme un vase à débordement. Ceci permet le maintien d’une surface d’eau en équilibre de pression avec l’atmosphère pour maintenir le niveau d’eau dans le système tout en permettant la circulation de la solution et son évacuation vers un réservoir final.
L’ensemble du système a été connecté grâce à des tuyaux PharMed®. Le niveau de saturation dans les colonnes a été maintenu en lui appliquant une succion, via l’ajustement de la distance verticale entre la colonne et l’exutoire en cm (Δh) (Figure II.1) (Pot et al., 2015) permettant d’obtenir des conditions de saturation du milieu poreux ou d’insaturation.

Le milieu poreux contenu par les colonnes

Le matériau utilisé pour fabriquer les massifs poreux, présent dans les colonnes, se compose de deux sables naturels purs en silice de référence HN ½.5 et HN 34 du fournisseur Dousselin (Tableau II.1 et Tableau II.2). Un sable grossier (diamètre médian D50 = 1793 µm) et un sable fin (diamètre médian D50 = 211µm) ont été sélectionnés afin de fabriquer un massif poreux bimodal (Davit et al., 2011, Pronk et al., 2012), de façon à disposer de pores de taille suffisamment grande pour permettre des écoulements rapides et non saturés lorsque soumis à des valeurs de succion aisément atteignables, ainsi que de pores de tailles suffisamment petites pour demeurer saturés dans une large gamme de succion. Les massifs poreux créés doivent aussi permettre la circulation de bactéries et l’installation de biofilms, en particulier dans les pores les plus grands. Cette configuration bimodale est retrouvée à l’état naturel pour des sols comportant une fraction grossière prépondérante associée à une fraction granulométrique fine, comme par exemple des sables ou limons grossiers associés respectivement à des sables et limons fins ; mais c’est aussi le cas en présence de biopores d’origine faunique ou racinaire dans des sols de composition granulométrique très variable (Zong et al., 2015).

Porosimétrie au mercure

Les mélanges à 10 %, 20 % et 40 % de sables fins ainsi que les deux références à 0% de sable fin (uniquement des sables grossiers) et à 100% de sable fin ont été analysés en porosimétrie au mercure. Un équipement de type Autopore IV 9500 (Micromeritics) a été utilisé avec une pression d’intrusion du mercure allant jusqu’à 414 MPa (60 000 Psia), soit une gamme de diamètre de pore équivalent de 360 à 0,003 µm. Les valeurs utilisées pour l’angle de contact solide – mercure et la tension de surface du mercure sont respectivement de 130° et 485 dynes/cm (Sigal, 2009, Klaver et al., 2012).

Micro-tomographie à rayons X

Des images 3D des massifs poreux présents au sein des colonnes ont été acquises en micro-tomographie à rayons X sur un tomographe de laboratoire (Micro-tomographe X PHOENIX, Nanotom) (Wildenschild et Sheppard, 2013). L’acquisition sur les colonnes de sable de 0,9 mm de diamètre a été réalisée à une tension de 120 kV et une intensité de 100 µA, avec un temps d’acquisition de 500 ms par projection, 1600 projections de 0 à 360° (2263 x 1152 pixels), une taille de voxel de 5 ,4 µm3 (pixel 3D) et un temps d’acquisition de 3h15. Après acquisition des projections, les images ont été reconstruites pour obtenir des images de coupe 2D de l’échantillon en niveaux de gris. Les images 2D reconstruites ont été découpées (1800 x 1800 pixel) et ont permis d’obtenir une image 3D de 1800 x 1800 x 1152 pixels. Ces images seront segmentées dans le chapitre suivant pour distinguer les différentes phases (air, eau, biofilms, particules solides).

Table des matières

Chapitre I Synthèse bibliographique
I. Teneurs, spéciations et mobilité des éléments traces
I.A. Contamination des sols par les apports anthropiques en éléments traces
I.A.1 Enjeux de la contamination des sols par des éléments traces
I.A.2. Spéciation des éléments traces et paramètres physico chimiques du sol
I.A.3. Interaction avec les constituants du sol
I.A.4. Les éléments traces en solution
I.B. Spéciation et mobilité des éléments traces dans les sols
I.B.1. Le cuivre et le plomb
I.B.2. Le chrome
I.B.3. L’arsenic
I.B.4. Interaction des cycles géochimiques des métaux et métalloïdes : impact du fer et du manganèse en contexte contaminé
II. – Distribution de l’activité microbienne dans les sols
II.A. La fonction biologique des sols : importance de la distribution spatiale des microshabitats
II.A.1. Définition et fonctionnement d’un biofilm
II.A.2. Observation et localisation des biofilms dans les sols ; fonctionnement des micro-habitats
II.B. – Interactions des microorganismes et leur microenvironnement
II.C. Interactions biophysiques
II. D. Interactions biogéochimiques
II.D.1. Microorganismes et conditions géochimiques
II.D.2. Localisation microorganismes et matière organique
II.D.3. Interfaces biofilms-cycle géochimiques des éléments traces
II.D.4. Adaptation des biofilms à leur micro-habitat
Chapitre II Structure et fonctionnement hydrique des systèmes poreux présents dans les
colonnes du banc expérimental.
I. Introduction
II. Matériel et méthodes
II.A. Le dispositif expérimental
II.B. Le milieu poreux contenu par les colonnes
II.C. Porosimétrie au mercure
II.D. Micro-tomographie à rayons X
II.E. Analyses numériques des images
II.F. Propriétés de rétention en eau des massifs poreux
II.G. Caractérisation hydrodynamique des massifs poreux par traçage de bleu brillant .. 60
III. Résultats et discussion
III.A. Porosité des mélanges sableux dans les colonnes
III.B. Distribution des volumes poraux en fonction de leur accessibilité
III.C. Images 2D des systèmes poreux
III.C.1. Les massifs poreux à 10 % de sable fin
III.C.2. Les massifs poreux à 20 % de sable fin
III.C.3. Les massifs poreux à 40 % de sable fin
III.D. Propriétés de rétention en eau
III.E. Vitesse des écoulements dans colonnes saturées et insaturées
III.F. Propriétés de transfert et images 3D des massifs poreux dans les colonnes
IV. Conclusion
Chapitre III Développement de biofilms et analyse de leur localisation sur les milieux poreux
des colonnes du banc expérimental
I. Introduction
II. Matériel et méthodes
II.A. La solution de percolation
II.B. Préparation de la suspension bactérienne permettant d’inoculer un consortium de
micro-organismes dans les massifs poreux sur colonnes
II.C. Inoculation des milieux poreux
II.C. Conditions expérimentales de développement des biofilms sur colonnes
II.D. Observations par microscopie électronique à balayage (MEB)
II.E. Analyse en micro tomographie à rayon X et traitement d’images
II.F. Introduction d’un agent contrastant pour les biofilms présents dans le massif poreux.

II.G. Mesure des teneurs en carbone sur la fraction solide des milieux poreux
III. Résultats et discussion
III.A. Identification des biofilms en micro tomographie à rayon X
III.B. Présentation des images obtenues en microscopie électronique à balayage (MEB).

III.C. Données des analyses réalisées à l’aide du détecteur dispersif en énergie (EDS) 108
III.D. Bilan de carbone et activité bactérienne
IV. Conclusion
Chapitre IV Composition chimique des percolats et géochimie du système
I. Introduction
II. Matériel et méthode
II.A. Les analyses au cours de l’expérimentation
III. Résultats et discussion
III.A. Les conditions Redox (Eh) –pH
III.B. Evolution du carbone organique dissout (COD) dans les percolats
III.C. Evolution de la concentration en ions majeurs
III.D. Evolution des concentrations et spéciations des métaux et métalloïdes présents dans
les percolats
III.E. Analyse statistique des données géochimiques mesurées en sortie de colonnes… 134
IV. Conclusion
Chapitre V Développement de biofilms au sein d’un dispositif de type « laboratoire sur puce »
Apports de la micro fluidique
I. Introduction
II. Matériel et méthodes
II.A. Conception des GLoCs
II.B. Fabrication des GLoCs
II.C. Inoculation des GLoCs
II.D. Modélisation des écoulements dans les GLoCs
II.E. Analyse en spectroscopie Raman
III. Résultats et discussions
III.A. Structure du milieu poreux bimodal analogue à celui présent dans les colonnes 160
III.B. Modélisation des écoulements dans les GLoCs
III.C. Installation et développement biologiques dans les GLoCs
III.C.1. Suspension bactérienne en conditions statiques
III.C.2. Suspension bactérienne en conditions dynamiques
III.C.3. Devenir des biofilms en conditions dynamiques de percolation de solution
analogue à l’expérience sur colonnes
III.D. Caractérisation de l’échantillon biologique par spectrométrie et micro-spectrométrie
confocale Raman pour le suivi in situ des biofilms au sein des micro-modèles
IV. conclusion
Synthèse…………………………………………………………………………………..181
Conclusion générale……………………………………………………

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