INSÉMINATION ARTIFICIELLE CAPRINE

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Vestibule vulvaire

C’est un conduit commun aux voies génitales et urinaires. Il prolonge caudalement le vagin vers l’arrière. Il reçoit l’urètre en avant de l’hymen. A mi-longueur et latéralement, débouchent les glandes de Bartholin dont la sécrétion lubrifiante facilite la pénétration lors de l’accouplement.

Lèvres

Les deux lèvres sont unies dorsalement et ventralement au niveau des commissures vulvaires, délimitant ainsi la fente vulvaire :
9 la commissure supérieure des lèvres est séparée de l’anus par le périnée ;
9 au niveau de la commissure ventrale se trouve le clitoris.

Description des organes génitaux internes

Les différents organes reproducteurs chez la chèvre comprennent les ovaires, les oviductes, l’utérus, le cervix et le vagin. L’activité des ovaires est commandée par les sécrétions gonadotropes de l’hypophyse. L’ovaire produit les ovules, qui passent, via le pavillon, dans l’oviducte. Après l’ovulation, certaines structures ovariennes sécrètent des hormones qui vont préparer l’utérus pour la gestation.

Ovaire

Les ovaires gauche et droit sont suspendus dans la cavité abdominale par le ligament large. Leur poids individuel dépend de la saison et du moment du cycle oestrien, et il est compris entre 3 et 5 g. L’ovaire est composé de deux tissus distincts (figure 2): la partie médullaire, ou stroma, qui comprend du fibroblaste, des nerfs et des vaisseaux sanguins et, le cortex dans lequel les différents types de follicules se développent. C’est dans ce dernier que se déroule la folliculogénèse.

Oviducte

C’est un organe tubulaire qui va de l’ovaire à la corne utérine correspondante. Tube circonvolutionné de 15-19 cm de long, il est constitué, dans l’ordre, du pavillon qui capture l’ovule pondu par l’ovaire lors de l’ovulation, de l’ampoule et de l’isthme qui est relié à la corne utérine.
9 Le pavillon en forme d’entonnoir, a une surface d’environ 6-10 cm2. L’ouverture du pavillon est rattachée en un seul point central à l’ovaire.
9 L’ampoule est la partie la plus longue et la plus large de l’oviducte où les œufs sont conservés plusieurs jours après l’ovulation. La fécondation se produit dans l’ampoule.
9 L’isthme est la partie la plus courte et la plus étroite de l’oviducte. Il est directement relié à l’utérus par la jonction utéro-tubaire.
L’oviducte est composé d’un tissu épithélial formé de cellules ciliées et de cellules sécrétoires et d’un tissu musculaire. Ces différents types de tissus sont impliqués dans la capture, le transport, les modifications et la survie des ovules pondus, mais également dans le transport et les modifications des spermatozoïdes, juste avant la fécondation. L’activité de ces tissus dépend également de la période du cycle œstral.

Utérus ou matrice

Il est constitué de trois parties : les deux cornes utérines (10-15 cm de long), le corps utérin (1-2 cm de long), et le cervix (4-10 cm de long, 2-3 cm de diamètre, annelé). L’endomètre et le myomètre composent la paroi utérine. L’endomètre comprend de 80 à 100 caroncules de tissu conjonctif, dont la structure ressemble à celle du stroma ovarien, et des glandes utérines réparties dans l’endomètre dont la structure est tubulaire, ramifiée ou torsadée (PAREZ et DUPLAN, 1987). Ces glandes sont plus nombreuses dans les cornes utérines que dans le cervix. Leur activité varie avec le stade du cycle œstral et leurs sécrétions jouent un rôle important dans le développement de l’embryon, mais probablement aussi dans les modifications des spermatozoïdes juste avant la fécondation.
Comme tout organe creux, la paroi de l’utérus est formée de trois couches :
9 l’endomètre (muqueuse), molle et épaisse, richement vascularisé. La muqueuse joue un rôle capital dans la gestation en participant à la formation du placenta ;
9 le myomètre est la partie musculaire de la paroi utérine; il est composé de muscles circulaires et longitudinaux dont l’activité varie avec le stade du cycle ;
9 une séreuse ou adventice qui assure la jonction de l’utérus avec le ligament large.
Le cervix est une partie très importante qui sépare, en permanence, la cavité utérine de la cavité vaginale. Il est composé d’un tissu muqueux sécrétant le mucus cervical et d’un tissu musculeux comprenant des muscles lisses et des fibres de collagène. Les anneaux cervicaux consistent en une série de crêtes dures ou de plis annulaires.

Vagin

Avec le vestibule du vagin, le vagin correspond à la portion des voies génitales femelles qui va recevoir l’organe copulateur du mâle. Il est séparé du vestibule du vagin par une membrane: l’hymen, surtout développée chez les primates et le porc. Le vagin est logé dans la cavité pelvienne entre le rectum et la vessie. Sa portion crâniale est placée dans la cavité séreuse. Sa portion caudale est logée dans les culs-de-sacs rétro-péritonéaux (ROGER, 2007).

RAPPELS PHYSIOLOGIQUES SUR LA REPRODUCTION CHEZ LA CHEVRE

Cycle sexuel de la chèvre

Le cycle sexuel est constitué d’une suite ordonnée et régulière d’événements et de modifications structurales et fonctionnelles apparaissant à chacun des niveaux du système reproducteur. Il est destiné à produire des gamètes, favoriser leur fécondation et induire la gestation. La phase folliculaire dure 2-3 jours. La croissance folliculaire évolue par vagues au nombre de 4 à 3-4 jours d’intervalle durant un cycle œstral de 23 jours. Les vagues folliculaires sont qualifiées de majeures ou mineures selon la taille du follicule. Les vagues majeures se produisent au début ou à la fin du cycle œstral et donnent naissance à un follicule de 9 à 10 mm de diamètre à demi-vie longue.

Composante cellulaire du cycle sexuel

Le cycle sexuel est la première étape dans la chronologie de la production des ovules et du maintien de l’œuf et la croissance folliculaire. Ce processus complet est long : il dure environ 6 mois, depuis le stade de follicule primordial jusqu’à l’ovulation. Chez la chèvre un nombre approximatif de 200.000 à 400.000 follicules primordiaux au moment de la naissance (BARIL et al., 1993). Ceux-ci à un moment donné entreprennent une transformation qui en fera des follicules primaires puis secondaires et tertiaires. Le processus débute par un isolement du follicule des cellules avoisinantes grâce à l’apparition de la membrane de Slaviasky qui délimite la granuleuse et l’ovocyte du stroma. Des jonctions se forment entre les cellules de la granulosa et l’ovocyte dont le volume augmente fortement (BARIL et al., 1993). Les cellules de la granulosa deviennent cubiques et entreprennent de se multiplier activement.
Cette entité induit la différenciation des cellules avoisinantes qui forment alors la thèque interne, puis l’externe quand l’antrum commence à se former. Ce qui contrôle le déclenchement de cette évolution est encore très mal connu; il s’agit probablement d’un phénomène endogène de l’ovaire s’effectuant par l’intermédiaire de cybernines (substances produites par certains tissus d’un organe et agissant sur d’autres tissus du même organe).
Ces follicules secondaires et tertiaires vont former le réservoir à partir duquel va s’opérer le « recrutement », première étape de la croissance folliculaire terminale (TFG ou Terminal Follicule Growth) ; à tout moment du cycle et de la vie sexuelle de la femelle, des follicules recrutés passent dans une période de développement rapide (figure 4).

Manifestations comportementales

Comme dans d’autres espèces, l’œstrus est le plus souvent considéré comme un phénomène tout ou rien diagnostiqué par l’acceptation du chevauchement. Pourtant, les changements de comportement sont progressifs et certaines femelles peuvent présenter des comportements ambigus dépendant de l’activité du bouc (refus des approches d’un bouc alors que le chevauchement par un autre est accepté).

Composante hormonale

Dans la plupart des cas, le comportement d’œstrus apparaît chez des chèvres dont les ovaires sont actifs et est lié temporellement à la capacité des femelles à être fécondées. Il était donc logique de supposer que les mêmes signaux sont impliqués dans le déclenchement de l’œstrus et de l’ovulation et de rechercher ces signaux. Chez la chèvre, comme chez la brebis, l’œstrus pendant la saison sexuelle est précédé par une longue phase lutéale pendant laquelle les taux de progestérone sont élevés (4 à 12 ng/ml selon les auteurs, GONZALEZ et al 1992, FREITAS et al., 1997). Puis, quand les taux de progestérone chutent suite à la lutéolyse, les taux d’œstradiol augmentent ainsi que les taux d’androgènes (CHEMINEAU et al., 1982, HOMEIDA et COOKE 1984, MORI et KANO 1984). Ces augmentations sont suivies, deux jours plus tard, par l’apparition du comportement d’œstrus et du pic préovulatoire de LH. Les taux d’œstradiol restent élevés pendant la première moitié de la durée de l’œstrus, puis diminuent brutalement après le pic de LH. Contrairement à la brebis, le comportement d’œstrus chez la chèvre apparaît aussi en début de saison, donc sans phase lutéale préalable, ou après des cycles courts, donc après une sécrétion faible ou nulle de progestérone.

MAITRISE DE LA REPRODUCTION CHEZ LA CHEVRE

Manifestation et détection de chaleurs

Une chèvre en bonne santé, formée sexuellement et qui n’est pas pleine, est en chaleur tous les 17 à 21 jours. Elle peut alors être couverte pendant 24 à 36 heures. Dans les zones tempérées, une saison des amours apparaît manifestement, ce qui n’est généralement pas le cas sous les tropiques. Le fait que les bêtes soient en chaleur selon la saison peut venir d’une carence alimentaire liée elle aussi à la saison : succession de sécheresse et de pluies avec un manque de nourriture important pendant la saison sèche. Sans cette carence, il n’y a pas de saison des amours manifeste (ZARROUK, 2001).
Si l’éleveur veut planifier lui-même le moment de la saillie, il devra observer les signes des chaleurs:
¾ frétillement de la queue, même si l’on pose la main sur le dos de la chèvre ;
¾ bêlement, comportement agité. L’animal grimpe sur les autres chèvres ;
¾ vulve un peu rouge et enflée ;
¾ besoin d’uriner de manière provocante en présence d’un bouc.
S’il y a un bouc à proximité, les symptômes seront souvent plus clairs.
On peut savoir facilement quelle chèvre est prête à être saillie en plaçant un bouc dans un box proche des chèvres. La chèvre en chaleur viendra se mettre le plus près possible du bouc. Un « bouc chercheur » permettra de repérer une chèvre en chaleur. Il suffira de passer avec lui à proximité des chèvres. Le moyen le plus couramment employé pour détecter l’œstrus est la mise en présence d’un mâle vasectomisé, ou d’un mâle intact muni d’un tablier empêchant la saillie (figure 6), et le repérage, par un observateur, des femelles acceptant le chevauchement (INRA, 2000).

Saillie et fécondation

Depuis le lieu de leur dépôt, les spermatozoïdes gagnent l’oviducte en partie par leurs propres moyens, en partie avec l’aide des voies génitales femelles. La réalisation de cette étape nécessite obligatoirement la motricité active des spermatozoïdes. L’ovocyte libéré à la surface de l’ovaire rejoint l’ampoule de l’oviducte où a lieu la rencontre des gamètes. Le spermatozoïde, ayant acquis son pouvoir fécondant après avoir subi le processus de capacitation, doit généralement franchir trois membranes pour pénétrer dans l’ovocyte : la corona-radiata, la membrane pellucide et la membrane plasmique. La fusion des gamètes conduit à la reconstitution du stock de 2n chromosomes et constitue un « œuf ».
L’œuf ainsi formé transite dans l’oviducte sous l’action d’une diminution des œstrogènes permettant une diminution de l’activité contractile des fibres musculaires lisses de l’oviducte. Il pénètre dans l’utérus où il va s’implanter et continuer son développement jusqu’à la mise bas. Le placenta, zone de contact entre les tissus maternels et fœtaux, assure la nutrition, la respiration et l’épuration du fœtus. Il est également responsable de secrétions endocrines qui participent à la croissance du fœtus et au maintien de la gestation. La durée de gestation moyenne de la brebis est de 145 à 146 jours avec des différences inter et intra-race.

Gestation

L’établissement et le maintien de la gestation sont rendus possibles grâce aux interactions entre le conceptus (embryon et enveloppes), l’utérus et le corps jaune ovarien. Ces interactions ont pour but de prévenir la régression structurale et fonctionnelle du corps jaune ou lutéolyse qui se produit en réponse à la libération épisodique de la prostaglandine F2α utérine (BAZER et al., 1997).
Au moment de l’implantation (autour des jours 14 à 17 de gestation), l’embryon développe, avec l’utérus maternel, un placenta épithéliochorial avec des caroncules. Tous les échanges se feront au travers de ce placenta, qui sécrète des hormones (hormone placentaire caprine, cPL; progestérone; œstrogènes et bien d’autres produits). La durée de la gestation chez la chèvre est variable en fonction de la race et de l’individu. Ainsi on observe un écart allant jusqu’à 13 jours entre les individus d’une même race. La durée de la gestation pour toutes les races de chèvres est 150 ± 2 jours exception faite chez la race Black Bengal chez qui la gestation est de 144 jours (JAINUDEEN et al., 2000). C’est à la fin du troisième mois de gestation que le fœtus se développe rapidement. Du côté maternel, le corps jaune continue à sécréter de la progestérone jusqu’à la mise bas.
Pendant les deux premiers mois de gestation, la présence du corps jaune est essentielle pour le maintien de celle-ci. Au-delà, elle n’est plus essentielle chez la brebis mais l’est toujours chez la chèvre, dans cette espèce, la destruction chimique ou physique du corps jaune à tout moment de la gestation provoque l’avortement. Les œstrogènes sont sécrétés en quantités appréciables par le placenta du jour 30 jusqu’à la fin de la gestation (SWADA et al., 1995).

Avantages sanitaires

L’intérêt sanitaire se traduit par la prévention de la propagation de maladies contagieuses et/ou vénériennes (grâce au non contact physique direct entre la femelle et le géniteur, et par l’utilisation de matériel stérile et à usage unique), et le fait d’éviter la transmission des maladies génétiques liées à l’utilisation prolongée d’un reproducteur dans la même ferme. Cependant, il existe certains agents infectieux qui peuvent être présents dans la semence et transmis notamment le virus aphteux ; le virus bovipestique ; le virus de la fièvre catarrhale du mouton ; le virus de l’IBR ; Brucella abortus et Campylobacter…..
Toutefois le contrôle de maladies grâce aux normes sanitaires strictes exigées au niveau des centres producteurs de semences permit de réduire considérablement le risque de transmission de ces agents par voie « mâle » (HASKOURI, 2001).

Avantage d’ordre génétique

Cette technique est la seule qui a permis à la fois l’exploitation rationnelle et intensive et une plus large diffusion de la semence des meilleurs géniteurs testés pour leurs potentialités zootechniques. Elle permet également la diffusion très rapide dans le temps et dans l’espace du progrès génétique (BARBAT et al., 2000).

Avantage d’ordre économique

L’achat et l’entretien d’un bouc demandent la mobilisation d’un capital assez important et entretien coûteux. A l’opposé, l’IA entraîne une augmentation de la productivité du bouc en même temps qu’il rend possible son remplacement par une chèvre. A coté de ces nombreux avantages de l’IA, il y a certains dangers qui tiennent à un mauvais choix du géniteur, une perte possible de gènes (c’est le cas de la sélection du caractère de haute production laitière ou de viande qui a été obtenu au détriment de la rusticité, de la longévité, de la fécondité…) et la consanguinité. Le bilan des avantages et des inconvénients possibles de l’IA est pour l’instant nettement positif et la balance demeure ainsi pour longtemps.

Insémination Artificielle Caprine

Inconvénients

Bien que cette technique soit, sans aucun doute, un outil puissant pour la gestion du patrimoine génétique, son efficacité est contrebalancée par deux (2) types de contraintes venant du faible nombre de reproducteurs nécessaires à chaque génération (puisque chacun d’entre eux possède un vaste pouvoir de diffusion), ainsi qu’au changement dans l’expression de certains caractères, notamment de reproduction.
L’utilisation d’un nombre limité de reproducteurs peut conduire aux situations suivantes:
¾ une diminution de la variabilité génétique. Ce risque, qui est le plus fréquent, doit être gardé présent à l’esprit lorsqu’un programme de sélection est mis en route, et les reproducteurs de la première génération doivent venir d’origines les plus diverses possibles;
¾ une diffusion de défauts héréditaires ou d’une maladie non contrôlée (ou inconnue) est toujours possible. En effet, une anomalie chromosomique peut être rapidement et largement diffusée dans une population par I’IA;
¾ un accroissement du taux de consanguinité affectant les caractères maternels, qui sont particulièrement sensibles, est à redouter.
Paradoxalement, l’utilisation de la synchronisation des œstrus et de I’IA perturbe le fonctionnement des schémas de sélection sur les aptitudes de reproduction. En effet, la prolificité naturelle et induite (de femelles mettant bas après synchronisation de l’œstrus) n’est pas contrôlée par les mêmes gènes. Il est donc nécessaire de modifier les enregistrements à réaliser en ferme, pour pouvoir estimer la valeur génétique de la prolificité naturelle.

PREPARATION DE LA SEMENCE

Peu d’études ont été réalisées chez le bouc pour évaluer la production spermatique. Les informations disponibles sur la production quotidienne par mâle, ou DSP pour ‘daily sperm production’, indiquent que celle-ci varie de 5,5 à 14,5 x 109 spermatozoïdes, avec de faibles variations saisonnières entre races (DERASHRI et al., 1992, WALKDEN-BROWN et al., 1994).

Récolte du sperme

La semence est généralement collectée au vagin artificiel en présence d’une chèvre boute-en- train maintenue en œstrus par des injections de benzoate d’œstradiol. La collecte par électro-éjaculation est peu utilisée car les volumes de sperme obtenus sont plus importants et les concentrations de spermatozoïdes plus faibles qu’avec la technique de collecte au vagin artificiel, mais sans diminution de la motilité des spermatozoïdes (RESTALL, 2003). Comme le plasma séminal a un effet défavorable sur la conservation in vitro des spermatozoïdes (HANZEN, 2008), l’électro-éjaculation n’est pas préconisée chez le bouc. Cependant la durée du repos sexuel entre les collectes a un effet favorable sur l’aptitude du sperme à la congélation. En pratique il est recommandé de respecter des intervalles entre collectes de deux jours au cours de la première partie de la saison sexuelle, et de trois jours durant la seconde moitié de celle-ci (BOUE et CORTEEL 1992).

Examen du sperme

L’appréciation visuelle directe de la concentration spermatique est une technique utilisée par plusieurs centres d’IA. Cette pratique n’est toutefois pas recommandée en raison de son assez grande imprécision due à l’appréciation subjective et parce que d’autres techniques précises et d’emploi facile peuvent être utilisées. Le comptage exact du nombre de spermatozoïdes dans un hématimètre est une technique précise si elle est effectuée soigneusement. Le principe de la mesure est le comptage du nombre exact de cellules spermatiques présentes dans un volume déterminé d’une solution de dilution connue (FAO, 1993).

Dilution du sperme

Chez les ruminants, l’étape préliminaire visant à séparer la fraction spermatique proprement dite de la fraction constituée des sécrétions des glandes annexes, n’est pas indispensable étant donné que la semence est constituée, pour l’essentiel, des sécrétions testiculaires. Le conditionnement du sperme requiert quelques précautions telles que l’utilisation de récipients stériles, de produits chimiquement purs, d’eau distillée, l’absence de chocs thermiques et la mise du sperme à l’abri de l’air et de la lumière.

Milieux de dilution

La dilution du sperme a pour but d’accroître le volume total de la masse spermatique, d’assurer un milieu favorable à la survie des spermatozoïdes in vitro et de réaliser à partir d’un seul éjaculat, l’insémination d’un grand nombre de femelles.

Qualités des milieux de dilution

Les milieux de dilution doivent répondre à un certain nombre de conditions : Leur pression osmotique doit être isotonique avec le sperme pour l’espèce en cause et être capable de la maintenir pendant la durée de stockage. Ils doivent renfermer des substances colloïdales (jaune d’œuf, lipoprotéines, lécithines) susceptibles de protéger les spermatozoïdes. Les substances tampons permettent de maintenir un pH favorable aux spermatozoïdes (6,2 à 6,8) (HANZEN, 2008).
Le milieu de dilution doit être dépourvu d’agents infectieux car ils sont préjudiciables à la survie des spermatozoïdes, à la fertilisation et au développement de l’embryon.

Nature des milieux de dilution

Quelle que soit l’espèce animale, il existe une grande variété de dilueurs. Ces derniers se différencient par la nature, voire la concentration d’utilisation de leurs composants. D’après HANZEN (2008), on peut distinguer les dilueurs à base de jaune d’œuf phosphaté (Milieu de Lardy et Philips) ou citrate (Milieu de Salisbury), à bases de sucres (glucose, fructose : milieux de Kampschmidt, de Chominat, de Dimitropoulos, de Foote), à base de glycocolle et de glycérol (milieu de Roy), de CO2 (milieu de Van Demark ou IVT : Illinois Variable Temperature) ou et plus classiquement maintenant à base de lait dont certains sont commercialisés (Laiciphos IMT).

Taux de dilution

Son calcul est basé sur l’obtention de doses d’insémination renfermant une concentration en spermatozoïdes zootechniquement acceptable soit 10 à 12 millions de spermatozoïdes par paillette. Estimant à 40 % les pertes imputables aux processus de congélation-décongélation, il faut donc obtenir au terme de la dilution une concentration moyenne de 20 millions de spermatozoïdes par paillette de 0,25 ml. Cette valeur peut être revue à la baisse ou à la hausse en fonction de la qualité du sperme récolté (BRICE et al., 2007).

Conservation et conditionnement

Conservation à court terme

L’utilisation directe du sperme dilué du bouc suppose une conservation à une température voisine de 5°C. Cependant, pour éviter les chocs thermiques, cette température doit être atteinte progressivement (rythme moyen de refroidissement de 0,5°C par minute entre 37 et 22°C et de 1°C par minute entre 22 et 5°C). Bien diluée et convenablement refroidie, la semence peut conserver son pouvoir de fécondation pendant 2 à 3 jours (BRICE et al., 2007).

Conservation à long terme

La congélation requiert l’utilisation d’agents cryoprotecteurs. Classiquement, le glycérol est utilisé pour congeler le sperme. Il n’est pas inutile de préciser qu’étant donné les effets délétères potentiels des agents cryoprotecteurs sur le spermatozoïde, ils doivent être utilisés à une dilution optimale.

Phase de refroidissement

Le sperme est ajouté à la fraction A en deux temps. Dans un premier temps on mélange une quantité égale de sperme et de dilueur A. Ce mélange est après 2 à 3 minutes ajouté au reste du dilueur A. Ce milieu prédilué est alors amené progressivement à la température de 4°C. Une fois cette température atteinte, le dilueur B est ajouté au dilueur A en 4 étapes de 15 minutes. Il est important en effet de laisser au glycérol le temps de pénétrer dans les spermatozoïdes, ce processus étant d’autant plus long qu’il s’effectue à basse température. L’équilibration prend donc deux heures environ et la dilution finale de glycérol sera de 7% (HANZEN, 2008).

Phase de conditionnement

Une fois refroidi, le sperme sera conditionné le plus souvent en paillettes ou en pellets de 0,25 ml de volume. Les paillettes contenant la semence sont disposées horizontalement au-dessus de l’azote liquide en 2 étapes, à 16 cm pendant 2 minutes puis à 4 cm pendant 3 minutes, avant immersion dans l’azote liquide à -196 °C (SALAMON et al., 2006). Il convient de noter que ce type de congélation n’altère en rien le caractère pathogène de germes tels que Brucella abortus, Campylobacter foetus, Actinomyces pyogenes ou Listeria monocytogenes. Le transport des paillettes se fera dans des containers cryogéniques ou cuves d’azote dont il existe différents modèles de capacité et de propriétés thermiques différentes. Une vérification régulière du niveau d’azote de ces cuves s’impose. Par ailleurs, la température doit toujours y être inférieure à – 120°C. Il est indispensable pour ce faire d’y maintenir un niveau minimal de 5 cm d’azote liquide (SALAMON et al., 2006). L’évaporation sera fonction de la fréquence d’ouverture de la cuve et du temps nécessaire au choix d’une paillette (5 à 8 secondes).

TECHNIQUE DE L’INSEMINATION ARTIFICIELLE

Moment de l’IA

L’insémination Artificielle doit être pratiquée en tenant compte du fait que la durée de vie des spermatozoïdes n’excède pas 24 heures, et que l’ovule est fécondable dans les heures qui suivent sa libération.
D’après PAREZ (1983), le moment de l’IA est fonction de paramètres suivants :
¾ le moment de l’ovulation (14h après la fin des chaleurs) ;
¾ la durée de fécondabilité de l’ovule (5h environ) ;
¾ le temps de remontée des spermatozoïdes vers les voies génitales (2-8h), et la durée de fécondabilité des spermatozoïdes (20h environ).
La mise en concordance de ces paramètres montre qu’il peut y avoir possibilité de fécondation avec une IA réalisée entre 12h et 18h après le début des chaleurs. Etant donné que l’IA doit être pratiquée à un moment assez proche de l’ovulation ; si l’on admet que la durée de l’œstrus est de 12-24h, que l’ovulation a lieu 10-12h après la fin de l’œstrus, et que les spermatozoides doivent séjourner pendant environ 6h dans les voies génitales femelles (phénomène de capacitation), le meilleur moment de l’IA est la deuxième moitié de l’œstrus, c’est-à-dire dans les 12-24h qui suivent le début des chaleurs.

Table des matières

INTRODUCTION GENERALE
PREMIERE PARTIE: SYNTHESE BIBLIOGRAPHIQUE
CHAPITRE I : PHYSIOLOGIE DE LA REPRODUCTION
I.1. RAPPELS ANATOMO-HISTOLOGIQUES DE L’APPAREIL GENITAL FEMELLE
I.1.1. Description des organes génitaux externes
I.1.1.1. Vulve
I.1.1.2. Vestibule vulvaire
I.1.1.3. Lèvres
I.1.2. Description des organes génitaux internes
I.1.2.1. Ovaire
I.1.2.2. Oviducte
I.1.2.3. Utérus ou matrice
I.1.2.4. Vagin
I.2. RAPPELS PHYSIOLOGIQUES SUR LA REPRODUCTION CHEZ LA CHEVRE
I.2.1. Cycle sexuel de la chèvre
I.2.1.1. Composante cellulaire du cycle sexuel
I.2.1.2. Manifestations comportementales
I.2.1.3. Composante hormonale
I.3. MAITRISE DE LA REPRODUCTION CHEZ LA CHEVRE
I.3.1. Manifestation et détection de chaleurs
I.3.2. Saillie et fécondation
I.3.3. Gestation
I.3.4. Parturition
I.3.4.1.Signes révélateurs de la mise bas
I.3.4.2.Mise bas proprement dite
I.3.5. Post-partum
I.3.5.1.Cordon ombilical et les enveloppes
I.3.5.2.Respiration
I.3.5.3.Première tétée, le colostrum
I.3.5.4.Placenta
I.3.5.5. Naissances difficiles
CHAPITRE II. INSÉMINATION ARTIFICIELLE CAPRINE
II.1. DEFINITION – HISTORIQUE
II.1.1. Définition
II.1.2. Historique
II.2. AVANTAGES ET INCONVENIENTS
II.2.1. Avantages
II.2.1.1. Avantages sanitaires
II. 2.1.2. Avantage d’ordre génétique
II.2. 1.3. Avantage d’ordre économique
II.2.2. Inconvénients
II.3. PREPARATION DE LA SEMENCE
II.3.1. Récolte du sperme
II.3.2. Examen du sperme
II.3.3. Dilution du sperme
II.3.3.1. Milieux de dilution
II.3.3.1.1.Qualités des milieux de dilution
II.3.3.1.2.Nature des milieux de dilution
II.3.3.2. Taux de dilution
II.3.4. Conservation et conditionnement
II.3.4.1. Conservation à court terme
II.3.4.2. Conservation à long terme
II.3.4.2.1.Phase de refroidissement
II.3.4.2.2.Phase de conditionnement
II.4.TECHNIQUE DE L’INSEMINATION ARTIFICIELLE
II.4.1. Moment de l’IA
II.4.2. Procédé d’IA
II.4.2.1. Particularités anatomo-physiologiques
II.4.2.2. Réalisation pratique de l’insémination
II.4.3. Lieu de dépôt de la semence
II.5. DIAGNOSTIC DE GESTATION
II.5.1. Intérêt
II.5.2. Méthodes de diagnostic de gestation
II.5.2.1. Méthodes cliniques
II.5.2.1.1. Retour en chaleurs
II.5.2.2. Méthodes biochimiques
II.5.2.2.1. Dosage de la PAG (Protéine Associée à la Gestation)
II.5.2.2.2. Dosage de la progestérone
II.5.2.2.3. Dosage du Sulfate d’œstrone
II.5.2.3. Méthodes biophysiques : Echographie
CHAPITRE III : PARAMETRES INFLUENÇANT LE TAUX DE REUSSITE DE L’IA
III.1. Variables d’étude
III.2. Facteurs intrinsèques liés au mâle
III.2.1 Qualité de la semence
III.2.2 Caractéristiques du mâle
III.3. Facteurs intrinsèques liés à la femelle
III.3.1 Carrière de la femelle
III.3.2 Production laitière
III.3.3 Poids, Note d’Etat Corporel (NEC)
III.4.Facteurs extrinsèques
III.4.1 Facteurs liés à l’insémination
III.4.1.1.La préparation des paillettes
III.4.1.2.Déroulement de l’insémination
III.4.1.3. Habilité de l’inséminateur
III.4.1.4.Heure de retrait d’éponge
III.4.2 Année et saison
III.4.3 Elevage et le système d’élevage
III.5. Paramètres génétiques de la réussite de l’insémination
DEUXIEME PARTIE: SUIVI ET EVALUATION DE LA QUALITE DES SERVICES D’INSEMINATION ARTIFICIELLE CAPRINE
CHAPITRE I. MATERIEL ET METHODES
I.1. ZONE D’ETUDE
I.1.1. Situation géographique
I.1.2. Milieu physique
I.1.2.1. Climat
I.1.2.2. Végétation
I.1.2.3. Cours d’eau
I.1.2.4. Pédologie
I.1.2.5. Activités socio-économiques
I.2. MATERIEL
I.2.1. Matériel animal
I.2.1.1. Echantillonnage et répartition
I.2.1.2. Races utilisées
I.2.1.3. Conduite des animaux
I.2.2. Matériel technique
I.2.2.1. Matériel pour la synchronisation
I.2.2.2. Matériel pour l’IA
I.2.3. Ressources humaines
I.3. METHODES
I.3.1.Actions préliminaires
I.3.2. Démarche méthodologique
I.3.2.1 Sélection et traitement sanitaire des chèvres à inséminer
I.3.2.2. Protocole d’Insémination Artificielle
I.3.3. Diagnostic de gestation
I.3.4. Saisie et analyse des données
CHAPITRE II : RESULTATS
II.1. Taux de synchronisation
II.2. Taux de réussite de l’IA
II .3. Paramètres influençant le taux de réussite de l’IA
II.3.1 Influence des paramètres intrinsèques sur le taux de réussite de l’IA56
II.3.1.1 Nombre de jours Post-partum
II.3.1.2 NEC à l’IA
II.2.1.3 Age de la chèvre
II.3.1.4. Poids
II.3.2 Influence des paramètres extrinsèques sur le taux de réussite de l’IA
II.3.2.1 Inséminateur
II.3.2.2. Effet de la semence
II.3.2.3 Note d’Insémination Artificielle (Note d’IA)
II.3.2.4 Localité
II.3.2.5. Département
II.3.2.6. Intervalle Pose Eponge – Retrait Eponge
II.3.2.7. Intervalle Retrait Eponge-IA
II.3.2.8 Heure de l’IA
II.3.2.9 Type d’alimentation
CHAPITRE III : DISCUSSION ET RECOMMANDATIONS
III.1. DISCUSSION
III.1.1. Taux de rétention d’éponges
III.1. 2. Taux de réussite de l’IA
III.1.3. Etude des paramètres qui influent sur le taux de réussite de l’IA
III.1.3.1. Paramètres intrinsèques
III.1.3.1.1. Jours post-partum (JPP)
III.1.3.1.2 NEC à l’IA
III.1.3.1.3 Age et le poids de la chèvre
III.1.3.2. Paramètres extrinsèques
III.1.3.2.1. Geste de l’inséminateur et la note d’IA
III.1.3.2.2. Effet de la semence
III.1.3.2.3. Localité
III.1.3.2.5. Département
III.1.3.2.4. Intervalle Pose Eponge – Retrait Eponge
III.1.3.2.5. Intervalle Retrait Eponge-IA
III.1.3.2.6. Heure de l’IA
III.1.3.2.7. Type d’alimentation
III. 2. RECOMMANDATIONS
III.2.1. A l’Etat
III.2.2. Au Conseil Régional de Fatick (CRF) :
III.2.3. Aux Eleveurs
III.2. 4. Aux Chercheurs
CONCLUSION GENERALE
REFERENCES BIBLIOGRAPHIQUES

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