Inhibition de la β-oxydation et activation de la synthèse des acides gras

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La beta-oxydation des acides gras

Ce processus utilise les acides gras comme source d’énergie et notamment afin d’alimenter le cycle de Krebs. La beta-oxydation des acides gras se produit principalement dans les mitochondries. Les acides gras vont être « activés » sous forme d’acyl-CoA (ce qui consomme 2 ATP) et la réaction de β-oxydation hydrolyse le carbone situé en position C-terminal de l’acyl-CoA pour donner un acétyl-CoA. Ainsi, chaque cycle dans le cycle de β-oxydation donne une molécule d’acétyl-CoA, qui peut être transportée directement dans le cycle de Krebs et générer de l’ATP supplémentaire par OXPHOS. Du fait de leur nombre important de carbones dans leur structure, les acides gras vont fournir à la cellule des quantités d’ATP extrêmement élevées (Figure 4).
La production d’énergie et de coenzymes réduits sont cruciaux pour la biosynthèse d’acides nucléiques, d’acides aminés et de lipides. Ces voies bioénergétiques sont donc étroitement surveillées et finement régulées par la cellule. L’acteur majeur de cette régulation est la voie mTOR.

Régulation de la voie mTOR

Le complexe mTORC1 est un intégrateur de plusieurs signaux différents : les facteurs de croissance, les nutriments, l’énergie et le stress cellulaire (Figure6 et 7). Ces signaux vont pouvoir agir en synergie ou alors de façon opposée ce qui va permettre une régulation extrêmement fine de l’activité de mTORC1. Les facteurs contrôlant l’activité de mTORC2 sont à l’heure actuelle encore très mal connus, cependant les données disponibles suggèrent?que, contrairement au complexe mTORC1, seuls les facteurs de croissance régulent ce complexe (Figure7).

Régulation de mTORC1 par les facteurs de croissance

La liaison de facteurs de croissance, tel que l’insuline, à leur récepteur active la Phosphoinositide-3 Kinase (PI3K), qui phosphoryle le phosphatidylinositol-4,5-bisphosphate (PIP2) en phosphatidylinositol-3-phosphate (PIP3). Le PIP3 permet le recrutement à la membrane plasmique d’Akt ou elle est alors phophorylée et activée par la phosphatidylinositol 3-dependent kinase 1 (PDK1). À son tour, Akt phosphoryle et ainsi inhibe Tuberous sclerosis 2 (TSC2), qui forme, avec TSC1, le complexe TSC1-TSC2 (Inoki et al., 2002; Manning et al., 2002). TSC1-TSC2 est un complexe activant l’activité GTPasique (GAP) de la petite protéine G RHEB et bloquant cette dernière sous sa forme inactive. La forme active de RHEB étant nécessaire à l’activation de mTORC1, TSC1-TSC2 coupe la signalisation mTORC1 (Garami et al., 2003). La phosphorylation de TSC1-TSC2 par Akt, va permettre d’inhiber son activité GAP sur RHEB, favorisant ainsi l’activation de mTORC1 (Potter et al., 2002). Akt phosphoryle également PRAS40 (qui est un inhibiteur du complexe mTORC1), ce qui entraîne sa liaison à des protéines 14-3-3 et l’empêche ainsi d’inhiber mTORC1 (Vander Haar et al., 2007; Kovacina et al., 2003). RHEB a un rôle essentiel dans l’activation de mTORC1, car sa perte supprime l’activation de mTORC1. À l’inverse, la surexpression de RHEB peut maintenir l’activité mTORC1 même en absence des nutriments et des facteurs de croissance (Saucedo et al., 2003; Stocker et al., 2003).

Régulation de mTORC1 par les nutriments

Bien que RHEB soit nécessaire à l’activation de mTORC1, sa seule activation n’est pas suffisante (en absence d’acide aminé). En effet, Hara et collaborateurs ont montré que la stimulation par l’insuline de cellules dont le milieu est dépourvu en acides aminés n’aboutissait pas à une activation de mTORC1 (Hara et al., 1998). Plus précisément, en absence d’acide aminé, RHEB et mTORC1 n’ont pas la même localisation intra-cellulaire : RHEB est localisé à la membrane lysosomale alors que mTORC1 a une localisation cytoplasmique. Afin que RHEB puisse activer mTORC1, une co-localisation à la membrane lysosomale est nécessaire. Cette co-localisation est médiée par des GTPases de la famille Rag (Kim et al., 2008; Sancak et al., 2008, 2010). Les Rags sont des hétérodimères de RagA ou RagB avec RagC ou RagD et sont attachés à la membrane lysosomale par leur association avec Ragulator qui est également une guanine-nucleotide exchange factor (GEF) de ces Rags (Bar-Peled et al., 2012). La stimulation par les acides aminés active les Rags permettant de lier une protéine du complexe mTORC1, Raptor, et ainsi de recruter mTORC1 à la surface lysosomale, où Rheb se trouve également. Les Rags détectent à la fois les acides aminés intra-lysosomaux et aussi cytosoliques. Les acides aminés intra-lysosomaux activent de Rag à travers un mécanisme dépendant de la V-ATPase lysosomale, qui interagit avec Ragulator et ainsi favorise son activité GEF sur RagA/B (Zoncu et al., 2011). Des études montrent que la présence du transporteur lysosomal d’acides aminés SLC38A9 est nécessaire à l’activation de mTORC1 par l’arginine. Or, ce transporteur interagit avec la v-ATPase et pourrait donc faire figure de capteur de la présence d’acides aminés dans la lumière du lysosome (Rebsamen et al., 2015; Wang et al., 2015).
Les acides aminés cytosoliques activent mTORC1 à travers les complexes GATOR1 et GATOR2 (Bar-Peled et al., 2013). GATOR1 inhibe la signalisation mTORC1 en agissant comme une GAP pour RagA/B. A l’inverse, GATOR2 est activateur de la signalisation mTORC1. En interagissant avec GATOR1 à la membrane lysosomale, il bloque l’activité GAP de GATOR1 (Bar-Peled et al., 2013). Sestrin2, qui est un capteur de leucine, interagit avec GATOR2 en absence de leucine et inhibe son interaction avec GATOR1 permettant ainsi l’inhibition de mTORC1(Chantranupong et al., 2014; Parmigiani et al., 2014; Wolfson et al., 2016). Il a également été montré que le détecteur de l’arginine CASTOR1 est capable d’inhiber l’activité de mTORC1 en absence d’arginine. En effet, tout comme pour Sestrin2, CASTOR1 va se lier à GATOR2 et l’inhiber en absence d’arginine (Chantranupong et al., 2016; Saxton et al., 2016). Une étude suggère que la kinase GCN2 (general control nondepressible 2), qui s’active lors d’une carence en acides aminés, est nécessaire à l’inhibition de l’activité de mTORC1 dans un contexte de carence en leucine et arginine (Figure 6). En effet, cette étude a montré que dans des cellules GCN2 déficientes, l’absence de leucine n’induit pas une extinction totale de l’activité de mTORC1 (Averous et al., 2016).
Ainsi, ces différentes études montrent que, au moins, la leucine et l’arginine sont capables d’influer sur l’activité de mTORC1 par le complexe Ragulator-Rag. De plus, il a été montré que l’activité des Rags est aussi modifiée par le glucose (Efeyan et al., 2013). Cependant, les mécanismes associés à cette détection de glucose ne sont pas encore connus.
De plus, une étude a démontré que la glutamine est, elle aussi, capable d’activer mTORC1 mais dans ce cas-ci, de manière indépendante de Rag. En effet, dans des cellules RagA/B KO, la glutamine va induire une localisation lysosomale de mTORC1 et ce, de façon dépendante de v-ATPase et d’Arf1 (Jewell et al., 2015).
Les acides aminés sont détectés par la v-ATPase dans la lumière lysosomale (et SLC38A9 pour l’arginine). La v-ATPase et le Ragulateur modifient leur conformation, ce qui entraîne la conversion de RagA en l’état lié à la GTP par l’activité du facteur d’échange de nucléotides de guanine (GEF) de Ragulator. RagA actif recrute mTORC1 au lysosome, où Rheb active mTORC1. Dans le cytoplasme, l’activité GAP de GATOR1 convertit RagA en l’état inactif, lié au GDP. GATOR2 inhibe l’activité GAP de GATOR1 et Sestrin2 inhibent GATOR2. L’effet inhibiteur de Sestrin2 sur GATOR2 est bloqué par des acides aminés et les acides aminés activent alors RagA.CASTOR1 agit de la même façon que Sestrin2 et est également inhibé par les acides aminés. KICSTOR permet la formation du complexe RagA/GATOR1/GATOR2.

Régulation de mTORC1 par l’énergie et le stress cellulaire

La voie mTOR détecte très rapidement les fluctuations en ATP dans la cellule. En effet, il a été montré que lorsque l’on inhibe la glycolyse ou l’activité mitochondriale, les concentrations en ATP dans la cellule chutent et cela entraîne une inhibition de mTOR (Dennis et al., 2001). Cette détection est possible grâce à l’AMP-activated protein kinase (AMPK) qui va détecter les changements dans le ratio AMP/ATP (Hardie, 2007). Lorsque ce ratio augmente, l’AMPK va phosphoryler TSC2 afin de stimuler l’activité GAP du complexe TSC1-TSC2 sur RHEB et ainsi inhiber mTORC1 (Inoki et al., 2006).
Il a également été démontré qu’un stress cellulaire peut entraîner l’inhibition de mTORC1. En effet, les conditions d’hypoxie vont entrainer l’expression de REDD1 (regulated in development and DNA damage response 1) qui va activer l’assemblage du complexe TSC1- TSC2 (Brugarolas et al., 2004). D’autres études ont montré que la protéine p53, en réponse à des dommages à l’ADN, est également capable d’induire l’expression de l’AMPK (Feng et al., 2007).

Régulation de mTORC2

Contrairement à la voie mTORC1, la signalisation mTORC2 est encore peu connue. Il a été montré que la PI3K peut activer le complexe mTORC2 en réponse à l’insuline (Liu et al., 2015). Yang et collaborateurs ont mis en évidence que Akt est aussi capable, dans une moindre mesure, d’activer le complexe mTORC2 (Yang et al., 2015).
L’activité de mTORC2 peut également être contrôlée par mTORC1. En effet, mTORC1 peut activer Grb10 qui est un inhibiteur de la signalisation des récepteurs à l’insuline qui sont en amont de la signalisation Akt/mTORC2 (Yu et al., 2011). De plus, S6K1 peut phosphoryler IRS1, qui est en aval des récepteurs à l’insuline, et ainsi induire sa dégradation (Shah et al., 2004) (Figure 7). extrait de Hubert et al., Kidney International, 2011.
La protéine mTOR fait partie de deux complexes de protéines: mTORC1 et mTORC2. mTORC1 est activé par la signalisation de facteur de croissance (PI3K/Akt) et les acides aminés pour. MTORC1 est régulé négativement par le complexe TSC. L’activation des protéines est indiquée en vert, inhibant les protéines en rouge. mTORC2 est activé par des mécanismes inconnus. Pour plus de détails, voir le texte principal.

Les cibles et les fonctions de mTORC1

mTORC1 joue un rôle central dans le contrôle de la balance entre anabolisme et catabolisme. Son activité régule le métabolisme du glucose mais aussi la synthèse protéique, lipidique, nucléotidique et mTORC1 régule aussi le métabolisme du glucose. Ainsi, mTORC1 va être très important dans le contrôle de la prolifération cellulaire.

Contrôle de la glycolyse

mTORC1 active également le passage de la cellule dans un programme glycolytique notamment en activant l’expression de deux facteurs de transcription clé de l’induction de la glycolyse, de Hypoxia-inducible factor 1α (HIF1α) et MYC (Düvel et al., 2010; West et al., 1998). En effet, ces facteurs de transcription sont responsables de l’expression de toutes les enzymes nécessaires à la glycolyse (Shi et al., 2011; Wang et al., 2011) (Figure 8).

Synthèses protéique, lipidique, nucléotidique et autophagie

Synthèse protéique

mTORC1 active la synthèse des protéines grâce à la phosphorylation de deux effecteurs, la S6 Kinase 1 (S6K1) et eIF4E Binding Protein (4EBP) (Figure 8). mTORC1 phosphoryle directement S6K1 sur la Thréonine 389, permettant sa phosphorylation et son activation par PDK1. S6K1 phosphoryle et active plusieurs substrats qui favorisent l’initiation de la traduction de l’ARN messager (ARNm), comme la protéine ribosomale S6 et eIF4B (Holz et al., 2005). La S6K1 phosphoryle également PDCD4 et favorise sa dégradation. PDCD4 étant un inhibiteur de l’eIF4B (Dorrello et al., 2006), sa dégradation accroît l’efficacité de la traduction des ARNm. mTORC1 phosphoryle également 4EBP sur plusieurs sites pour déclencher sa dissociation de eIF4E (Brunn et al., 1997; Gingras et al., 1999), ce qui permet une traduction d’ARNm dépendante de cap.

Synthèse lipidique

mTORC1 favorise également la synthèse de novo des lipides en activant la protéine de liaison des éléments sensibles aux stérols (SREBP). mTORC1 peut activer SREBP à la fois par un mécanisme dépendant de S6K1 (Düvel et al., 2010) et également par la phosphorylation et donc l’inhibition de la Lipin1, qui est un inhibiteur de SREBP (Peterson et al., 2011).

Synthèse nucléotidique

Des études ont montré que mTORC1 favorise également la synthèse des nucléotides nécessaires à la réplication de l’ADN et à la biogénèse des ribosomes dans les cellules en prolifération. En effet, S6K1 active la carbamoyl-phosphate synthetase (CAD), qui est une enzyme essentielle de la voie de synthèse des pyrimidines (Ben-Sahra et al., 2013). De plus, mTORC1 augmente l’expression de MTHFD2, qui est un élément essentiel du cycle de tétrahydrofolate mitochondrial qui fournit les éléments de base à la synthèse des purines (Ben- Sahra et al., 2016).

Autophagie

Afin de favoriser l’anabolisme de la cellule, mTORC1 inhibe l’autophagie. Une étude a montré que le complexe mTORC1 peut, en présence d’acides aminés, phosphoryler et inhiber la protéine ULK1 (Kim et al., 2011). Or, ULK1 est une protéine clé de la formation des autophagosomes, ainsi son inhibition conduit à l’arrêt des processus d’autophagie (Figure 8). extrait de Saxton et al., Cell, 2017.
Lorsqu’il est activé, mTORC1 favorise la croissance et la prolifération des cellules en stimulant la biosynthèse des protéines, des lipides et des organelles et en inhibant l’autophagie. mTORC1 régule positivement la synthèse des protéines principalement en phosphorylant la s6 kinase ribosomale p70 (p70-S6K ou S61) et 4E-BP). L’activation de S6K1 médiée par mTORC1 régule l’activité de nombreuses protéines en aval, ce qui entraîne une synthèse accrue d’ARNm, une traduction, un allongement et une synthèse de protéines ribosomales. La phosphorylation de 4E-BP1 l’empêche de se lier à eIF4E et permet à ce dernier de soutenir la traduction cap-dépendante. mTOR inhibe l’autophagie par phosphorylation et par conséquent en réprimant la kinase 1 (ULK1), UVRAG et TFEB qui forment un complexe activateur de l’autophagie lorsqu’il est activé. L’activation de mTORC1 régule positivement la synthèse de lipides de novo en activant SREBP1. mTORC1 activé la synthèse d’acides nucléiques et active le métabolisme du glucose.

Les cibles et les fonctions de mTORC2

mTORC2 est, lui aussi, impliqué dans le contrôle de la balance entre anabolisme et catabolisme mais ce complexe intervient aussi dans le contrôle du remodelage du cytosquelette d’actine et ainsi de la migration cellulaire. En effet, il a été montré que mTORC2 peut phosphoryler plusieurs membres de la famille des PKC qui sont des régulateurs importants du cytosquelette d’actine (Gan et al., 2012; Li and Gao, 2014).
mTORC2 phosphoryle également Akt sur la serine 473 (Ser473). Ainsi Akt va avoir plusieurs cibles et notamment les facteurs de transcription Forkhead Box Protein O1 (FOXO1) et FOXO3 (Guertin et al., 2006). La phosphorylation de ces protéines empêche leur translocation dans le noyau et ainsi empêche la transcription de facteurs pro-apoptotiques. mTORC2 a ainsi un rôle anti-apoptotique.
De plus, il a été montré que la phosphorylation de Akt sur sa Ser473 potentialise la phosphorylation de Akt sur sa thréonine 308 (Thr308) (Sarbassov et al., 2005). Or, Thr308 est la cible de la signalisation en amont de l’activation de mTORC1. Ainsi, mTORC2 potentialise l’activation de mTORC1 (Figure 9).

Contrôle métabolique de l’activation des lymphocytes T

Les LT se développent dans le thymus qui est un organe lymphoïde primaire (tout comme la moelle osseuse). Durant leur développement, les LT vont acquérir l’expression du récepteur à l’antigène (TCR). La génération de la spécificité du TCR est la résultante de réarrangements somatiques de l’ADN. En effet, le TCR est composé de deux chaînes α et β (il existe d’autres types de chaîne formant d’autres LT mais nous n’en discuterons pas). Ces chaînes sont codées par plusieurs segments V,D et J. Il existe dans le génome des thymocytes plusieurs copies non identiques de ces gènes. La génération du TCR se fait par réarrangements somatiques aléatoires de V,D,J afin de former la chaîne α et la chaîne β. De plus, lors de ces réarrangements, la liaison entre les différents segments subit des retraits et ajouts aléatoires de nucléotides. Ainsi, il existe un nombre de combinaisons de gènes possible extrêmement vaste.
De ce fait, chaque LT possède un TCR qui lui est propre et qui va être différent du TCR des autres LT qui se développent. Ainsi, chaque LT va reconnaitre un antigène différent (Figure 10).
V-J recombinaison de l’ADN de la chaîne TCR-α. L’ADN de la chaîne α subit une recombinaison V-J, regroupe l’un des segments V et l’un des segments J. La transcription TCR-α produite lorsque les segments V, J et C se connectent directement après l’épissage des séquences intrones. L’ADN de la chaîne β subit une recombinaison en deux étapes: première Dβ à Jβ et ensuite réarrangement Vβ à Dβ-Jβ. Les séquences intermédiaires sont ensuite coupées, générant le transcrit de la chaîne TCR-β avec les régions V, D, J et C adjacentes.
Enfin la chaîne α et la chaîne β sont assemblées.
C’est pour cette raison qu’il est dit que les LT ont une réponse antigène spécifique car seul les LT spécifiques du ou des antigènes présents, par exemple lors d’une infection, seront activés. Par la suite, des processus que nous ne détaillerons pas ici vont conduire à l’émergence de deux population de LT, ceux exprimant le co-récepteur CD4 et ceux exprimant le co-récepteur CD8. Ces deux populations vont avoir des rôles différents. Les LT CD4+ orchestrent la réponse immunitaire par la production de cytokines afin que le système immunitaire réponde de la façon la plus appropriée aux différents types de pathogènes existants. Les LT CD8+ vont, quant à eux, avoir une action directe en éliminant directement les cellules infectées par des virus, des bactéries intracellulaires ou encore en détruisant les cellules tumorales. Il est a noté qu’il existe également des LT CD8 qui sont spécialisés dans la production de cytokines pro-inflammatoires.
Une fois leur développement terminé, les LT sortent du thymus et vont, grâce à des récepteurs aux chimiokines, se diriger vers ce que l’on appelle des organes lymphoïdes secondaires (OLII). Les OLII (par exemple, la rate, les nœuds lymphatiques, les amygdales,…) sont des organes entre lesquels les LT se déplacent dans « l’attente » d’une rencontre avec leur antigène spécifique (Germain, 2002).

Métabolisme de LT naïfs : des cellules quiescentes

Les LT naïfs ne prolifèrent que très peu et ne produisent que peu de cytokines. Ces cellules re-circulent entre les organes lymphoïdes secondaires dans « l’attente » d’une rencontre avec une CPA (cellule présentatrice d’antigène) qui présente leur antigène. Ainsi, les LT naïfs ne requièrent que peu d’énergie et d’anabolites De ce fait, les LT naïfs produisent de l’énergie majoritairement par OXPHOS en utilisant comme substrat les acides gras par la β-oxydation. Plusieurs facteurs sont connus pour maintenir les LT naïfs dans cet état quiescent/catabolique : les facteurs de transcription Fox et la voie mTOR.

Les facteurs de transcription Fox

Il a été montré que l’interleukine-7 (IL-7) est extrêmement importante dans l’homéostasie et la survie des LT naïfs (Schluns et al., 2000; Tan et al., 2001; Vivien et al., 2001). Or, il a été montré que l’expression du récepteur alpha à l’IL-7 (IL-7Rα) est dépendante du facteur de transcription FOXO1 (Fabre et al., 2008; Ouyang et al., 2009). De plus, une étude a montré que, dans des cellules musculaires privées en glucose, FOXO1 inhibe l’oxydation du glucose et augmente le transport d’acides gras dans la cellule afin de favoriser la β-oxydation (Nahlé et al., 2008). Par extrapolation, on peut émettre l’hypothèse que FOXO1 va favoriser le maintien du métabolisme catabolique des LT naïfs en favorisant la β-oxydation.
MST1 est une kinase qui active FOXO1. Or, chez l’homme, la perte de fonction de MST1 conduit à une immunodéficience primaire caractérisée par la perte du compartiment de LT naïfs. Cette perte du compartiment T naïf est due à une instabilité de l’expression de FOXO1 résultant en une perte de l’expression de l’IL-7Rα (Nehme et al., 2012).

La voie mTOR

Comme mTOR contrôle les voies anaboliques et la glycolyse, il n’est pas étonnant que les inhibiteurs de cette voie soient importants dans le maintien de la quiescence des LT naïfs. Ainsi, il a été montré que la perte de Tsc1, un inhibiteur de mTORC1, entraîne une augmentation de la production de radicaux oxygénés (ROS) dans les LT naïfs, aboutissant à leur apoptose (O’Brien et al., 2011; Yang et al., 2011).
La liver kinase B1 (Lkb1) est une sérine/thréonine kinase qui phosphoryle la sous-unité α de l’AMPK en réponse à un stress énergétique (Shaw et al., 2004). Comme nous l’avons décrit précédemment, l’AMPK a un rôle important dans le contrôle de l’activation de mTORC1 (Inoki et al., 2006). Ainsi, l’AMPK promeut l’oxydation des acides gras. De ce fait, il a été montré que des LT déficients pour Lkb1 présentent une augmentation de l’import de glucose et de la glycolyse (MacIver et al., 2011).

Métabolisme de LT activés

Lors d’une infection, des cellules du système immunitaire innée présentes au site de l’infection vont commencer l’élimination du pathogène. Certaines cellules phagocytaires et notamment les cellules dendritiques (DC) ont la capacité d’endocyter de façon importante les débris et pathogènes présents au site infectieux. Les DC dégradent les protéines du pathogène en peptides de petites tailles, puis ces peptides sont chargés sur des molécules encodées par le complexe majeur d’histocompatibilité (CMH) pour être présentés à la surface des DC. Par la suite, les DC migrent vers les OLII afin de présenter ces antigènes aux LT. Les LT spécifiques de ces antigènes intéragissent avec la DC et seront activés. Puisque peu de LT seront spécifiques de ces antigènes, pour avoir une réponse efficace, les LT activés doivent proliférer de façon très intense. Ainsi, l’activation des lymphocytes T nécessite une reprogrammation métabolique qui supporte ce phénotype hautement prolifératif et biosynthétique.
L’activation des LT nécessite plusieurs signaux. L’engagement de son TCR, qui va intéragir avec le complexe CMH-peptide de la DC. Cette seule interaction n’est pas suffisante à l’activation des LT (Schwartz, 2003). L’activation d’un LT nécessite également l’interaction entre la molécule CD28 exprimée par le LT et les molécules de surface CD80/86 exprimées par la DC (Figure 11). A ces deux signaux s’ajoute un signal cytokinique qui va agir comme un facteur de croissance sur les LT (IL-2) mais qui va également permettre une différenciation en sous-types de LT (ex IL-12, IL-4…) en fonction du type de menace (voir chapitre 3). L’ensemble de ces signaux vont, en outre, conduire à l’activation de la voie PI3K/Akt/mTOR (Frauwirth et al., 2002; Genot et al., 2000; Wieman et al., 2007). L’activation de cette voie va être l’élément clé de la reprogrammation métabolique des LT.
L’activation des cellules T commence par l’interaction du récepteur des lymphocytes T (TCR) avec un complexe majeur d’histocompatibilité (MHC) présentant l’antigène sur une cellule présentatrice d’antigène (CPA). C’est ce qu’on appelle le signal 1, mais l’activation de la cellule T nécessite des signaux supplémentaires fournis par l’interaction entre CD28 et CD80/86, c’est le signal 2.

La glycolyse aérobie

De la même façon que pour les cellules cancéreuses, Otto Warburg constata que peu de temps après leur stimulation, les leucocytes deviennent très glycolytiques. En effet, il a été montré quelques années plus tard, que l’activation des lymphocytes entraîne une augmentation importante du transport intracellulaire de glucose et que ce glucose est majoritairement dégradé en lactate et ce même en condition aérobie (Wang et al., 1976). Ainsi, lors de leur activation, les LT vont mettre en place une glycolyse aérobie qui va être très importante à leur prolifération et à l’acquisition de leurs fonctions effectrices (Cham et al., 2008; Chang et al., 2013). La mise en place de la glycolyse aérobie nécessite plusieurs facteurs : GLUT1, Myc, HIF1α et les acides aminés.

GLUT1 et les héxokinases

GLUT1 est le transporteur de haute affinité du glucose. L’activation de la PI3K, par l’engagement du CD28 et de cytokines telles que l’IL-2, entraîne la translocation de GLUT1 à la membrane plasmique en augmentant le trafic vésiculaire de GLUT1 (Frauwirth et al., 2002; Jacobs et al., 2008; Wieman et al., 2007). Les LT déficients pour GLUT1 présentent de gros défauts de prolifération in vitro mais également in vivo (Macintyre et al., 2014). A l’inverse, la surexpression de GLUT1 à la membrane de T naïfs leur confère un phénotype de cellules activées (Jacobs et al., 2008). Ainsi, l’augmentation de l’expression de GLUT1 semble être la première étape du processus d’activation métabolique des LT. En plus de sa fonction de transport de glucose, une étude a montré que GLUT1 peut, de façon indirecte, contrôler l’activité de mTORC1. En effet, il a été montré qu’en condition de faibles concentrations en glucose, la glycéraldéhyde-3-phosphate déshydrogénase (GAPDH) se fixe à Rheb et ainsi limite l’activation de mTORC1. En augmentant la concentration intracellulaire de glucose, GLUT1 favorise la dissociation de la GAPDH qui va accomplir sa fonction dans la glycolyse et ainsi permettre l’activation de mTORC1 (Buller et al., 2011).
GLUT1 est un transporteur passif du glucose, c’est-à-dire que l’entrée de glucose dans la cellule suit un gradient à travers la membrane plasmique. Ce gradient est maintenu par les héxokinases (Hk) qui phosphorylent le glucose intracellulaire en G6P. Suite à l’activation des LT, l’activité des Hk va être augmentée (Marko et al., 2010). De plus, les LT vont favoriser l’expression de HkII au détriment de HkI dont l’activité catalytique est moins importante (Marjanovic et al., 1990). De plus, ces Hk étant dépendante de l’ATP, il a été montré qu’après activation des LT, ces Hk sont relocalisées près de l’ATP-synthase à la membrane mitochondriale afin d’être toujours pourvues en ATP (Nista et al., 1985).

Myc

Myc a d’abord été décrit comme un oncogène important pour la croissance et la prolifération des cellules tumorales (Gordan et al., 2007). Myc est à présent décrit comme étant un régulateur critique de la reprogrammation métabolique après l’activation des LT. En effet, Myc entraîne l’expression d’enzymes essentielles à la glycolyse et son absence mène à une diminution drastique de la prolifération des LT (Wang et al., 2011). Cependant, l’expression de Myc n’est pas maintenue après l’activation des LT (Nie et al., 2012). Pour maintenir un programme de transcription capable de maintenir la glycolyse, Myc induit le facteur de transcription AP4. Ainsi, AP4 maintient le programme mis en place par Myc afin de soutenir sur le long terme la prolifération cellulaire (Chou et al., 2014). Il est maintenant bien caractérisé que Myc est sous le contrôle de mTOR (Babcock et al., 2013; Gera et al., 2004; Wall et al., 2008) (Figure 12).

HIF1α

HIF1α est un facteur de transcription hétérodimèrique qui induit l’expression de gènes en réponse à l’hypoxie. HIF1α induit l’expression de nombreux gènes codant pour des protéines glycolytiques (Seagroves et al., 2001) (Figure 12). De plus, HIF1α va limiter la consommation d’oxygène par les mitochondries en bloquant l’entrée du pyruvate dans le cycle de Krebs (Papandreou et al., 2006). Outre la condition hypoxique, mTORC1 est également capable d’induire l’expression de HIF1α (Düvel et al., 2010; Hudson et al., 2002). Les LT activés, qui activent mTORC1, présentent des niveaux élevés de HIF1α (Nakamura et al., 2005). En effet, même en condition hypoxique, la Rapamycine inhibe les effets anti-apoptotiques de HIF1α (Majumder et al., 2004). Cependant, des LT déficients pour HIF1α ne présentent pas de défaut dans leur activation et leur prolifération, indiquant un rôle non essentiel de HIF1α dans ces processus. A l’inverse, une déficience en HIF1α empêche l’acquisition d’un sous-type de programme Teff, le programme T auxiliaire 17 ou Th17 (dont nous parlerons au prochain chapitre) (Dang et al., 2011; Shi et al., 2011).
Cependant, l’importance de HIF1α dans la prolifération et la survie des LT, en condition hypoxique, ne doit pas être négligée.
L’effet Warburg est dû à une régulation positive des gènes codant pour les transporteurs de glucose et des enzymes glycolytiques médiées par une activité accrue des facteurs de transcription MYC et HIF-1α dans les cellules T. Les gènes contrôlés par Myc sont en vert, par HIF-1 en rose et par HIF-1α et MYC en rouge.

Les acides aminés

Les acides aminés sont également extrêmement importants dans l’activation et la prolifération des LT. Nous discuterons par la suite du cas de la glutamine. Quelques études ont été menées sur l’importance de la leucine dans le métabolisme des LT. La leucine est un acide aminé essentiel qui permet l’activation de la voie mTORC1 et donc de façon indirecte celle de la glycolyse. Ainsi, des LT déficients pour le transporteur d’acides aminés neutres, LAT1 (qui transporte la leucine), ne sont plus capables de mettre en place un programme glycolytique et ne prolifèrent plus après activation (Hayashi et al., 2013; Sinclair et al., 2013). Cependant, l’effet observé dans les cellules LAT1 knock-out est plus sévère que pour des LT traités avec la Rapamycine. Cette observation met en évidence un rôle de la leucine plus important que la seule activation de mTOR. On peut émettre l’hypothèse que l’absence de leucine va également avoir un impact sur la synthèse protéique et notamment sur la synthèse de protéines à renouvellement élevé telles que la protéine Myc. Une autre étude montre l’importance de la leucine dans l’acquisition d’un programme glycolytique par les LT. Dans cette étude, les auteurs ont utilisé des cellules KO pour l’aminotransférase cytosolique des acides aminés ramifiés (BCATc). Cette enzyme induit la dégradation de la leucine cytosolique et régule ainsi la concentration en leucine. Les auteurs ont observé que l’expression de cette enzyme est augmentée après activation des LT. Ils ont également mis en évidence que l’absence de cette enzyme permet une augmentation du pool intracellulaire de leucine. Cette augmentation s’accompagne d’une augmentation de l’activité de mTORC1, aboutissant à une augmentation de la glycolyse (Ananieva et al., 2014).
D’autres études ont examiné le rôle de l’arginine (Tarasenko et al., 2015) et l’importance du recyclage des acides aminés dans l’activation et la prolifération des LT (Lu et al., 2014).
Ainsi, les acides aminés jouent un rôle clé dans l’activation et la prolifération des LT, d’une part par l’activation de la voie mTORC1 et d’autre part par leur nécessité dans la synthèse protéique.

La respiration mitochondriale

Même si la mise en place d’une glycolyse aérobie très importante peut être synonyme d’un arrêt de la respiration mitochondriale, il n’en est rien. En effet, il a été largement décrit que l’activation et la prolifération des LT est dépendante de l’OXPHOS. Le groupe d’Erika Pearce a démontré que l’utilisation de l’oligomycine, inhibiteur de l’ATP synthase et donc de l’OXPHOS, bloque la prolifération des LT (Pearce et al., 2013). Ceci est confirmé par le fait que le taux de consommation d’oxygène (OCR) augmente dans les LT activés. De plus, il a été montré que l’OXPHOS est capable, à elle seule, de soutenir l’activation des LT (Chang et al., 2013; Sena et al., 2013). En effet, l’utilisation de galactose ou alors l’ajout de pyruvate qui vont court-circuiter la glycolyse, n’inhibe pas l’acquisition de marqueur d’activation comme le CD44 ou l’expression du récepteur de haute affinité à l’IL-2 (CD25) et la production d’IL-2 par les LT. A l’inverse, l’utilisation de l’olygomycine l’inhibe.
Cependant, des études suggèrent que l’importance de la respiration mitochondriale ne repose pas sur sa production d’énergie (Birsoy et al., 2015). En effet, dans cette étude, les auteurs ont montré qu’il est possible de faire proliférer des cellules en bloquant l’ATP synthase si ces cellules sont supplémentées en aspartate. L’aspartate est un acide aminé clé de la synthèse protéique mais également de la synthèse nucléotidique. Or, la synthèse d’aspartate nécessite la présence de NAD+ formé par l’OXPHOS. Ainsi, de la même façon, des cellules dont l’ATP synthase est inhibée peuvent proliférer si elles sont supplémentées en NAD+ (Sullivan et al., 2015). De plus, le cycle de Krebs peut fournir d’autres éléments entrant dans la biosynthèse des nucléotides (Ron-Harel et al., 2016).
La respiration mitochondriale est également nécessaire pour l’activation des LT par la génération de ROS mitochondriaux qui potentialisent l’activité de NFAT, NF-kB et de la signalisation du TCR en général (Gill and Levine, 2013; Kaminski et al., 2010; Kamiński et al., 2012). Il est démontré que la localisation mitochondriale à la synapse immunitaire est nécessaire pour l’activation des LT (Quintana et al., 2007).
Ainsi, même si la glycolyse semble pouvoir soutenir, seule, la demande en ATP, la respiration mitochondriale joue un rôle essentiel dans la prolifération cellulaire.

La glutaminolyse

L’activation des LT induit l’augmentation de l’absorption de glutamine (Newsholme et al., 1985). L’absorption de la glutamine et le métabolisme qui en découle sont très importants dans l’activation et la prolifération des LT (Carr et al., 2010; Nakaya et al., 2014). Le métabolisme de la glutamine, appelé glutaminolyse est une voie de production d’énergie.
La prolifération cellulaire nécessite un apport en lipides suffisant pour soutenir la production de nouvelles membranes plasmiques et des organites. La glutamine peut entrer dans le cycle de Krebs par conversion en α-cétoglutarate, qui peut être transformé en oxaloacétate et ensuite citrate (par combinaison avec l’acétyl-CoA). Or, le citrate peut être excrété dans le cytosol où il peut être converti en acétyl-CoA. Cet acétyl-CoA participera à la synthèse des lipides. Ainsi, la glutamine peut être utilisée comme source de carbone pour la synthèse lipidique (DeBerardinis et al., 2008). Du NADPH est produit lors de la glutaminolyse. Or, le NADPH est un élément essentiel de la biosynthèse des lipides et des nucléotides ainsi que pour le maintien du glutathion réduit (DeBerardinis et al., 2007). La glutamine est également une source d’azote pour les acides aminés non essentiels, comme les acides glutamique et aspartique, et les nucléotides (DeBerardinis et al., 2007).
Tout comme la glycolyse, la glutaminolyse est contrôlée par le facteur Myc qui va activer l’expression d’enzymes impliquées dans cette voie (GLS, GPT, GOT, et GLUD) et augmenter l’expression du transporteur de glutamine (SNAT1 et SNAT2) (Wang et al., 2011). En condition hypoxique également, HIF1α est capable d’activer la glutaminolyse (Wise et al., 2011). Ainsi, dans des situations de stress hypoxique ou de défaut des mitochondries, la glutamine est la principale source d’acetyl-CoA pour la synthèse lipidique (Metallo et al., 2011; Mullen et al., 2011).

Inhibition de la β-oxydation et activation de la synthèse des acides gras

Pour proliférer, les LT ont besoin de synthétiser de nouvelles membranes. Pour cela, la synthèse lipidique est nécessaire. A l’inverse, l’oxydation des acides gras comme source d’énergie, s’avère contre-performante. De ce fait, après activation, les LT vont inhiber la β-oxydation et stimuler la synthèse des acides gras (SAG) et ce, grâce à Myc (Wang et al., 2011). Une autre étude a montré que ce contrôle par Myc est dépendant de mTORC1. En effet, dans des cellules où mTORC1 est inactif, la synthèse des acides gras est fortement altérée (Yang et al., 2013). Comme mentionné précédemment, mTORC1 contrôle l’expression des protéines de la famille des SREBP (SREBP1 et SREBP2). Or, après activation des LT, on constate une accumulation des SREBP aux promoteurs de gènes codant pour des enzymes clés de la SAG, comme par exemple l’acetyl-CoA carboxylase 1 et 2 (ACC1 et ACC2) (Kidani et al., 2013). Ces enzymes carboxylent l’acetyl-CoA en malonyl-CoA qui va servir à la structure des acides gras. A l’inverse, les ACC1/2 peuvent inhiber l’activité de la carnitile palmitoyltransferase I (CPT1) et ainsi bloquer le processus de β-oxydation (Abu-Elheiga, 2001). Ainsi, les LT CD4+ de souris déficientes pour ACC1 montrent des difficultés à acquérir un programme de certains lignages de Teff (les Teff sont les LT activés ayant acquis leurs fonctions effectrices) (Berod et al., 2014). De plus, les LT CD8+ de ces souris présentent des problèmes de prolifération après une infection par Listeria monocytogenes (Lee et al., 2014) (Figure 13).
Ainsi, la synthèse des acides gras fait partie intégrante de la reprogrammation métabolique des LT après activation.

Table des matières

Chapitre 1- Régulations métaboliques et voies bioénergétiques
1.1- Les différentes voies de production d’énergie
1.1.1- La glycolyse
1.1.2- La phosphorylation oxydative (OXPHOS)
1.1.2.1- Le cycle de Krebs
1.1.2.2- La beta-oxydation des acides gras
1.2- Contrôle du métabolisme par mTOR
1.2.1- Régulation de la voie mTOR
1.2.1.1- Régulation de mTORC1 par les facteurs de croissance
1.2.1.2- Régulation de mTORC1 par les nutriments
1.2.1.3- Régulation de mTORC1 par l’énergie et le stress cellulaire
1.2.1.4- Régulation de mTORC2
1.2.3- Les cibles et les fonctions de mTORC1
1.2.3.1-Contrôle de la glycolyse
1.2.3.2-Synthèses protéique, lipidique, nucléotidique et autophagie
1.2.4- Les cibles et les fonctions de mTORC2
Chapitre 2-Contrôle métabolique de l’activation des lymphocytes T
2.1-Métabolisme de LT naïfs : des cellules quiescentes
2.1.1- Les facteurs de transcription Fox
2.1.2- La voie mTOR
2.2-Métabolisme de LT activés
2.2.1- La glycolyse aérobie
2.2.1.1- GLUT1 et les héxokinases
2.2.1.2- Myc
2.2.1.3- HIF1α
2.2.1.4 – Les acides aminés
2.2.3- La glutaminolyse
2.2.4- Inhibition de la β-oxydation et activation de la synthèse des acides gras
2.2.5- Métabolisme et migration cellulaire
2.2.6- Les avantages de la glycolyse aérobie
2.3- Métabolisme des LT mémoires
2.3.1- Baisse de la glycolyse et augmentation de la β-oxydation
2.3.2- Augmentation de la capacité de réserve respiratoire mitochondriale
2.4- Le cas particulier des LT régulateurs
2.4.1- Un métabolisme majoritairement oxydatif
2.4.1.1- La β-oxydation, source d’énergie essentielle
2.4.1.2-L’indépendance partielle aux acides aminés
2.4.2- mTOR, le facteur clé
2.4.2.1- mTOR et développement thymique des Tregs
2.4.2.2 – mTOR dans la stabilité et la différenciation des Tregs en périphérie
2.4.3- Contrôle du métabolisme des Tregs par Foxp3
Chapitre 3 – Contrôle métabolique de la différenciation des lymphocytes T
3.1- Régulation métabolique de la différenciation des LT
3.1.1 – Contrôle par la glycolyse
3.1.2 – Contrôle par les acides aminés
3.1.3 – Contrôle par la synthèse lipidique
3.1.4 – Contrôle par mTOR
Objectif de thèse
Matériel et méthodes
Résultats
Discussion
Résultats complémentaires
Article
Références bibliographiques

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