Influence de la qualité de l’eau de boisson sur l’efficacité de la vaccination contre la maladie de Gumboro

Symptômes

Dans la plupart des cas, l’IBDV est subclinique et il n’y a pas ou peu de symptômes visibles. Dans le cas d’IBDV aiguë, la période d’incubation est courte, 2 à 3 jours. Les plumes autour de l’anus sont souillées par des fientes diarrhéiques blanchâtres aqueuses. Des caillots de sang et des cristaux d’urate peuvent être présents dans les excréments. Les animaux sont abattus, prostrés, en boule, déshydratés et les plumes ébouriffées. La morbidité est élevée, pouvant atteindre 50 à 100 % pour les souches très pathogènes. La mortalité commence au 3e jour de l’infection, atteint un pic puis diminue rapidement et les poussins retrouvent un état de santé apparent après 5 à 7 jours (DA SIVA MARTINS, MOCKETT et COOK, 1992). L’affection est aussi responsable d’une immunodépression. NUSBAUM et al (1986) ont observé la suppression de la réactivité du Complexe Majeur d’Histocompatibilité (CMH) en utilisant le test de transformation lymphoblastique. Ils ont constaté que la dépression maximale de l’immunité cellulaire est survenue à la 6ème semaine d’infection.

Diagnostic virologique

Le diagnostic virologique constitue le diagnostic de certitude par excellence. Son usage est restreint du fait de son coût élevé et de son exigence en matériel. L’inoculation et l’immunofluorescence sont couramment utilisées pour la mise en évidence de la maladie de Gumboro.
o L’inoculation: consiste à inoculer un broyat de bourse de Fabricius infecté à des poules sensibles. Au bout de trois jours, chercher dans la bourse de Fabricius des poules inoculées, les lésions histopathologiques caractéristiques. Puis au bout de six jours, chercher les lésions macroscopiques sur les cadavres d’oiseaux. En raison de la contamination fréquente de la bourse de Fabricius par d’autres virus, il est préférable d’utiliser la rate qui permet d’obtenir de bons résultats. Les prélèvements peuvent aussi être inoculés à la membrane chorioallantoïdienne d’œufs embryonnés de 10 jours dépourvus d’anticorps spécifiques. Les embryons meurent au bout de 3 à 4 jours et les lésions observées sont des œdèmes de la tête, du cou et de l’abdomen. Des congestions et des hémorragies dans le tissu conjonctif sous-cutané et une coloration jaune-verdâtre du jaune d’œuf et du liquide allantoïdien. L’inoculation peut aussi se faire sur culture cellulaire de fibroblastes de poulet, des cellules d’embryons de dindon ou de canard. La multiplication du virus provoque au voisinage des noyaux des cellules infectées, des inclusions cytoplasmiques éosinophiles à contours réguliers.
o L’immunofluorescence: consiste à mettre en évidence les antigènes du virus au niveau de la bourse de Fabricius, grâce à la réaction antigèneanticorps en utilisant des immunoglobulines antivirus Gumboro marquées par la fluorescéine.

La désinfection

L’étape du nettoyage est l’obstacle majeur à une bonne décontamination, car elle est la moins maîtrisée dans la majorité des élevages. Les surfaces nettoyées sont souvent inférieures à celles qui font l’objet d’une désinfection et les méthodes employées sont moins efficaces; or on peut considérer que toute surface mal nettoyée est forcément mal désinfectée. Cela s’explique par le fait que les pathogènes sont protégés par les matières organiques de l’action des désinfectants. Ainsi, un élevage où le désinfectant avait été appliqué avant le nettoyage est considéré comme non désinfecté. Le moment de la deuxième désinfection par rapport au vide sanitaire doit survenir toujours après la mise en place du matériel et de la litière, ce qui ne doit pas être réalisé systématiquement. Des informations importantes sont souvent méconnues par les éleveurs, comme le fait que la présence de matières organiques entrave l’efficacité des désinfectants, ou que les désinfectants s’inactivent mélangés entre eux ou avec un détergent. En Afrique sub-saharienne, les abords des bâtiments sont balayés; il n’y a pas de vrai nettoyage possible, car ils sont généralement en terre battue et ils ne sont jamais désinfectés (FANNY, 2002). Une étude menée par OULON (2010) portant sur l’évaluation des pratiques de biosécurité dans des fermes avicoles au Sénégal a montré que:
– le niveau d’assainissement n’est pas satisfaisant dans 57% des fermes, 68% stockent la litière dans la ferme,
– seulement 2% possèdent des fosses d’évacuation des eaux ; les cadavres de volaille sont enfouis sur le site d’élevage dans 54% des cas, jetés à l’air libre dans 44% des cas et seulement 2 des fermes ont recours à l’incinération ;
– les aliments sont souillés dans 86% des cas par des rongeurs et dans 57% des cas par la volaille, et
– seul 4% des fermes possèdent un pédiluve.

Modalités de préparation du vaccin

Le vaccin doit être utilisé immédiatement après rupture de la chaîne de froid. Tout le matériel entrant dans la préparation du vaccin doit être soigneusement nettoyé et désinfecté auparavant. Par exemple, lorsque la vaccination doit se faire en eau de boisson, les abreuvoirs doivent être nettoyés et rincés abondamment pour ne pas contenir de résidus: produits de nettoyage (détergent), d’antibiotiques et de métaux lourds susceptibles de neutraliser les virus vaccinaux (SELLAM, 2001).

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Table des matières

INTRODUCTION
PREMIERE PARTIE : SYNTHESE BIBLIOGRAPHIQUE SUR LA MALADIE DE GUMBORO ET LES FACTEURS INFLUENÇANT L’EFFICACITE DE LA LUTTE
CHAPITRE I : LA LUTTE CONTRE LA MALADIE DE GUMBORO
I.1. Caractéristiques de la maladie de Gumboro
I.1.1. Définition
I.1.2. Espèces affectées
I.1.3. Distribution géographique
I.1.4. Importance
I.1.5. Agent étiologique: le virus de la maladie de Gumboro
I.1.5.1. Caractères généraux
I.1.5.2. Caractères culturaux
I.1.5.3. Propriétés antigéniques et immunologiques
I.1.6. Pathogénie
I.1.7. Etude clinique
I.1.7.1. Symptômes
I.1.7.2. Lésions
I.1.7.2.1. Lésions macroscopiques
I.1.7.2.2. Lésions microscopiques
I.1.7.3. Evolution
I.1.8. Epidémiologie
I.1.8.1. Epidémiologie descriptive
I.1.8.2. Epidémiologie analytique
I.1.8.3. Epidémiologie synthétique
I.2. Méthodes de lutte contre la maladie de Gumboro
I.2.1. Diagnostic
I.2.1.1. Diagnostic sur le terrain
I.2.1.2. Diagnostic différentiel
I.2.1.3. Diagnostic de laboratoire
I.2.1.3.1. Diagnostic histopathologique
I.2.1.3.2. Diagnostic sérologique
I.2.1.3.3. Diagnostic virologique
I.2.2. Traitement
I.2.3. Prophylaxie
I.2.3.1. Prophylaxie sanitaire
I.2.3.2. Prophylaxie médicale
CHAPITRE II : FACTEURS INFLUENÇANT L’EFFICACITE DE LA LUTTE CONTRE LA MALADIE DE GUMBORO
II.1 Facteurs influençant le traitement
II.2. Facteurs influençant la prophylaxie
II.2.1. Facteurs intrinsèques
II.2.1.1. L’espèce
II.2.1.2. Age
II.2.1.3. Race
II.2.1.4. Individu
II.2.2. Facteurs extrinsèques
II.2.2.1. Résistance du virus
II.2.2.2. Facteurs physiques liés aux saisons
II.2.2.2.1. Froid et chaleur
II.2.2.2.2. Pluies et vents
II.2.2.3. Système d’élevage
II.2.2.4. Habitat, Hygiène et alimentation
II.2.2.4.1. Habitat
II.2.2.4.2. Pratiques hygiéniques de l’habitat et du site d’élevage
II.2.2.4.3. Alimentation
II.2.2.5. Polluants chimiques
II.2.2.6. Système de peuplement
II.2.2.7. Barrière sanitaire
II.2.2.8. Affections intercurrentes
II.2.2.9. Vaccination
II.2.2.9.1. Vaccins à virus inactivés
II.2.2.9.2. Vaccins à virus vivants
II.2.2.10. Conservation du vaccin
II.2.2.11. Le programme de vaccination
II.2.2.12. Modalités de préparation du vaccin
II.2.2.13. Mode d’administration du vaccin
Conclusion partielle
DEUXIEME PARTIE: INFLUENCE DE LA QUALITE DE L’EAU SUR L’EFFICACITE DE LA VACCINATION CONTRE LA MALADIE DE GUMBORO
CHAPITRE I: MATERIEL ET METHODE DE TRAVAIL
I.1. Site et période d’étude
I.2. Matériel
I.2.1. Matériel pour l’analyse de l’eau
I.2.2. Cheptel animal et aliment utilisé
I.2.3. Matériel d’élevage
I.2.4. Matériel de prise de sang
I.2.5. Eau de boisson
I.2.6.Vaccin utilisé
I.2.7. Matériel pour l’analyse sérologique
I.3. Méthode
I.3.1. La phase d’enquête
I.3.2. Analyse chimique de l’eau
I.3.2.1.Dosage du phénol
1.3.2.2. Dosage du zinc (méthode colorimétrique)
1.3.2.3. Dosage des chlorures
1.3.2.4. Dosage du sodium et du potassium
I.3.3. Conduite d’élevage
I.3.3.1. Préparation du local
I.3.3.2. Réception des poussins
I.3.3.3. Transfert, mise en lot des poussins
I.3.3.4.. Programme alimentaire et d’abreuvement
I.3.3.5. Programme de prophylaxie
I.3.4. Analyse sérologique
I.3.4.1. Evaluation de la consommation d’eau
I.3.4.2. Prélèvement sanguin
I.3.4.3. Technique de récolte du sérum
I.3.4.4. Titrage des anticorps
I.3.5. Analyse statistique
CHAPITRE II: RESULTATS ET DISCUSSION
II.1. Résultats
II.1.1. Résultat de l’enquête
II.1.2. Résultat de l’analyse de l’eau
II.1.3. Consommation d’eau
II.1.4. Analyse sérologique
II.2. Discussion
II.2.1. Discussion de la méthodologie
II.2.1.1. Site et période de travail
II.2.1.2. Enquête
II.2.1.3. Conduite de l’élevage
II.2.1.4. Analyse sérologique
II.2.2. Discussion des résultats
II.2.2.1. Résultats de l’enquête
II.2.2.2. Résultats des analyses
II.2.2.2.1. Analyse chimique de l’eau
II.2.2.2.2. Consommation d’eau
II.2.2.2.3. Analyse sérologique
CONCLUSION GENERALE
LISTE DE REFERENCE
WEBOGRAPHIE
ANNEXES