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Streptococcus agalactiae
Epidémiologie
Streptococcus agalactiae, aussi appelé, streptocoque du groupe B (SGB), est une bactérie parfois présente au niveau des muqueuses vaginales, rectales, et dans la gorge de la femme. Il est considéré comme le principal agent impliqué dans les infections materno-fœtales, septicémies, et les méningites du nouveau-né[21]. Le portage vaginal asymptomatique de S. agalactiae est retrouvé chez 5 à 36 % des femmes enceintes [52]. La Fréquence de cette colonisation asymptomatique semble varier en fonction de l’origine géographique et ethnique des patients. En 2008, les travaux de Phara et coll rapportèrent un taux de portage asymptomatique de SGB plus fréquent chez les femmes d’origines africaines que caucasienne [48].
Physiopathologie
S. agalactiae, streptocoque β-hémolytique, est un cocci à coloration de Gram positive anaérobie aéro-tolérant qui croît sur gélose au sang en 24 heures à 37 °C. La classification de Lancefield en 1933 a permis d’identifier S. agalactiae comme le streptocoque du groupe B. La capsule présente des structures antigéniques spécifiques de type[51]. Lancefield mit en évidence en 1993 trois sérotypes : type I, II et III. En 1971 Wilkinson divisa le type I en trois sérotypes Ia, Ib et Ic. Ces antigènes de surface de nature polysaccharidique, ont permis à ce jour la différenciation des SGB en 10 sérotypes (Ia, Ib, III, IV, V, VI, VII, VIII et IX) [49].
Sa structure lui permet d’adhérer et de coloniser différentes barrières muqueuses (intestinale et pulmonaire), afin de les franchir pour atteindre la circulation générale cela implique qu’il soit capable d’échapper à la réponse du système immunitaire :
– L’acide lipoteichoïque joue un rôle dans l’adhérence du SGB aux cellules épithéliales des différentes muqueuses spécialement vaginales.
– Les antigènes spécifiques du sérotype qui peuvent entrainer l’activation du complément ou la suppression de la migration des leucocytes polymorphonucléaires ou inhiber la maturation des macrophages des cellules précurseurs.
– L’acide sialique et le polyoside C sont les déterminants antigéniques importants pour la formation des anticorps opsonophagocytaires.
– La protéine R joue un rôle important dans la virulence des SGB, à cause du bas niveau des anticorps IgG maternels contre cette protéine.
Diagnostic
Le dépistage consiste à réaliser un prélèvement vaginal chez la femme enceinte à 34-36 semaines d’aménorrhée. Le prélèvement est ensuite mis en culture sur gélose enrichie et ou sélective. Les femmes présentant des risques plus élevés de transmission du streptocoque du groupe B sont :
– celles dont le travail débute avant 37 semaines de gestation
– celles dont la grossesse est menées à terme, mais les membranes sont rompues et le travail semble vouloir se prolonger au-delà 18 heures.
– celles qui ont antérieurement accouché d’un bébé présentant une infectionS .à agalactiae.
– celles qui présentent une fièvre légère inexpliquée pendant le travail[56].
Les SGB sont des cocci à Gram positif, ovales ou ronds, groupés typiquement en chaînettes plus ou moins longues, immobiles, sporulés et encapsulés (figure 3)[3].
Traitement
Le problème du traitement des infections à E. coli repose sur la résistance aux antibiotiques que cette bactérie a développée. Par exemple la résistance aux fluoroquinolones a nettement augmenté durant ces 10 dernières années, de plus un traitement antérieur par quinolones dans les 6 mois précédents expose au risque de sélection de souches moins sensibles[17].
Neisseria gonorrhoeae
Epidémiologie
N. gonorrhoeae est un parasite obligatoire des muqueuses de l’homme. Cette bactérie fragile ne survit pas dans le milieu extérieur. L’incidence de la gonococcie a diminuée de façon significative durant ces dernières années. En France on a observé une diminution du nombre de cas entre 1985 et 1995, puis une recrudescence de 1998 à 2013 [38]. Chez les hommes et les femmes, principalement en Ile de France, le sexe ratio est de 10 hommes pour une femme. Les femmes présentant une gonococcie ont un âge médian de 22 ans et les hommes 27 ans [2].
Physiopathologie
C’est un pathogène spécifique de l’homme. Sa transmission est strictement interhumaine et essentiellement vénérienne.N. gonorrhoeae possède plusieurs facteurs de virulence, ce qui explique la physiopathologie de l’infection correspondante. On trouve aussi dans sa paroi des lipopolysaccharides antigéniques, qui vont avoir des effets toxiques sur les cellules des muqueuses.
En revanche cette bactérie ne possède pas d’exotoxine mais secrète une protéase qui va dégrader les immunoglobulines de type A, diminuant ainsi les défenses locales. On retrouve également dans sa membrane externe des protéines PI, PII et PIII également antigéniques. Les souches les plus virulentes de gonocoques possèdent des pili impliqués dans l’adhérence, qui vont agir en association avec la protéine PII afin d’assurer la fixation de la bactérie sur la muqueuse urogénitale. La présence de ces pili favorise la résistance à la phagocytose. Lors d’une contamination, N. gonorrhoeae pénètre dans les cellules épithéliales par endocytose, après être fixée à leurs microvillosités, s’y multiplie et est libérée par exocytose au niveau de la membrane basale. Le passage dans le système sanguin signe le point de départ d’une inflammation locale ou d’une infection disséminée.
Diagnostic biologique
Etant donné le caractère silencieux de cette maladie, avant d’effectuer un dépistage du gonocoque, il convient de réaliser un interrogatoire du patient afin d’évaluer le risque éventuel d’avoir contracté le germe.
La culture sur gélose au sang cuit (« gélose chocolat ») est toujours indiquée car elle permet de confirmer le diagnostic et d’obtenir un antibiogramme, en 24 à 48 heures. La PCR pourra surement permettre d’augmenter la sensibilité du diagnostic surtout dans les localisations cervico-vaginales, pharyngées ou anales [61].
Il n’existe pas de diagnostic sérologique pour les gonococcies.
Etude bactériologique
Le principal site de prélèvement chez la femme est au niveau de l’endocol et, ensuite l’urètre, le vagin, le rectum et l’oropharynx.
Morphologie
L’examen microscopique du frottis coloré au Gram à l’objectif 100 X montre des diplocoques à Gram négatif dont les faces en regard sont aplaties (figure 4). Ces diplocoques sont généralement intracellulaires. Cependant chez la femme, l’examen direct des frottis endocervicaux ne permettra de faire le diagnostic de la gonococcie seulement que dans 40 à 60 % des cas.
Chlamydia trachomatis
Epidémiologie
C. trachomatis est une bactérie responsable d’IST qui engendre un risque dans les infections materno-fœtales. Cet agent pathogène est la première cause d’IST dans les pays industrialisés. L’épidémiologie des infections à C. trachomatis est surveillée par le réseau Rénachlam (Réseau national chlamydia), instauré depuis 1989, regroupant 90 laboratoires volontaires en France métropolitaine. Grâce à ce réseau, on sait que l’âge médian est plus faible chez la femme que chez l’homme : 22 ans et 26 ans, avec une tranche d’âge de 15-24 ans pour les femmes contre 20-29 ans pour les hommes [35]. De plus, on sait, aussi que les cas d’infection à C. trachomatis sont en augmentation entre 2001 et 2013, augmentation plus marquée chez les sujets symptomatiques. En effet, le portage asymptomatique est un réservoir de transmission augmentant le risque d’infection chez les personnes à risques de 60 à 70 % [24].
Physiopathologie
C. trachomatis est une bactérie qui comprend plusieurs sérovars différents. Les sérovars A à C sont responsables de trachomes (infections oculaires), le sérovars L engendre une lymphogranulomatose vénérienne, aussi appelée maladie de Nicolas Fabre, les sérovars D-K étant responsables d’infections urogénitales. Cette bactérie a une multiplication intracellulaire et se présente sous trois formes : les corps élémentaires, les corps réticulés et les corps aberrants (forme persistante responsable infection chronique), l’agent pathogène pénètre sous forme de corps élémentaire (forme mature deChlamydia) dans la cellule hôte par phagocytose et se transforme ensuite, en quelques heures, en corps réticulé, capable de se diviser. Cette accumulation de corps réticulés va provoquer l’inclusion cytoplasmique de la cellule via la vacuole de phagocytose. Les corps réticulés se transforme ensuite en corps élémentaires et l’inclusion va provoquer l’éclatement[12].
Diagnostic biologique
La mise en évidence de l’infection à Chlamydia se fait soit par diagnostic direct (mise en évidence de la bactérie par culture ou de ses antigènes par immunofluorescence directe ou de ses acides nucléiques par amplification génique), soit par diagnostic indirect souvent appelé sérologieChlamydia (identification des anticorps produits par l’organisme en réponse à l’infection, par immunofluorescence indirecte). L’amplification génique des acides nucléiques par techniques type PCR (“Polymerase Chain Reaction”) ou LCR (“Ligase Chain Reaction”) est le mode de diagnostic qui a actuellement supplanté toutes les autres techniques. Elle peut être appliquée à des prélèvements porteurs de peu d’antigènes de Chlamydia tel le premier jet d’urine de réalisation plus commode qu’un prélèvement endocervical ou vaginale. Sa sensibilité est supérieure à celle de la culture, voisine de 95 %, avec une spécificité de l’ordre de 99 % dans des populations à forte prévalence de l’infection. La culture a été reléguée au second plan du fait d’une sensibilité imparfaite. La détection des antigènes deChlamydia en immunofluorescence directe est difficile car l’infection, intracellulaire et lente, comporte peu d’éléments antigéniques en dehors des infections aiguës récentes [40].
Etude bactériologique Prélèvements
Pour faire le prélèvement génital, il est indispensable d’utiliser une petite curette ophtalmique ou un écouvillon plastique permettant de recueillir un grand nombre de cellules. Chez la femme, le prélèvement se fera au niveau de l’endocol en recueillant le maximum de cellules. En dehors des localisations génitales ; il est conseillé de faire systématiquement un prélèvement des cellules épithéliales conjonctivales. Il est parfois utile de faire une ponction articulaire. Le premier jet d’urines (les 2 premiers ml) est recueilli pour la biologie moléculaire.
Méthodes immunologiques directes
L’application de la technique d’immunofluorescence, à la détection des inclusions sur les frottis, donne une meilleure sensibilité à ce diagnostic direct. La révélation des inclusions par cette méthode fait intervenir des anticorps spécifiques de type, et de groupe. Cet examen rapide, peu onéreux est tout à fait valable lorsque le nombre de particules observées dépasse 10 par frottis, et lorsqu’il s’applique à une population à forte prévalence d’infection. Par contre, dans les frottis mal faits pauci-microbiens, la valeur prédictive positive de cet examen peut être inférieur à 50 %. Plus objectives, les techniques de type ELISA, permettent une quantification de l’intensité de la réaction et le traitement d’une plus grande quantité de l’échantillon.
Diagnostic indirect sérologique
Les réactions sérologiques ne sont pas recommandées pour le diagnostic des infections génitales ou conjonctivales à C. trachomatis. La haute prévalence de taux d’anticorps anti-chlamydiae dans différentes populations sexuellement actives limite l’utilisation de la sérologie pour le diagnostic, mais elle représente un élément valable d’investigation. Les anticorps pourC. trachomatis peuvent être détectés pardifférentes méthodes sérologiques qui incluent la réaction de fixation du complément, la micro-immunofluorescence, la fluorescence avec un antigène déterminé et les techniques ELISA ou immuno-enzymatiques.
La micro-immunofluorescence qui utilise différents sérotypes demeure la méthode de référence en matière de sérologie chlamydienne. Mais elle est trop lourde et compliquée pour un diagnostic de routine. La réaction de fixation du complément est aussi une méthode complexe et est seulement indiquée dans le diagnostic de la lymphogranulomatose vénérienne et de la psittacose. Le test d’immunofluorescence utilisant un seul antigène L2 s’avère le test le plus simple car il donne des réactions immunologiques croisées avec la totalité des sérotypes de C. trachomatis. La méthode peut être utilisée pour mesurer à la fois les anticorps de type IgG et de type IgM.
Traitement
Le traitement de première intention est l’azithromycine 1g en dose unique, pour les cervicites il existe 3 alternatives possibles :
– La doxycycline pendant 7 jours ;
– L’érythromycine 500 mg 4 fois par jour pendant une semaine ;
– L’ofloxacine 400 mg/j pendant 7 jours.
La lymphogranulomatose vénérienne (LGV) est traitée par doxycycline 200 mg/j pendant 21 jours.
La femme enceinte sera traitée par l’azithromycine ou le cas échéant, par l’érythromycine aux mêmes posologies que l’adulte.
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Table des matières
Introduction……
Première partie: Revue bibliographique
I. RAPPEL SUR L’APPAREIL UROGENITAL DE LA FEMME
1. L’urètre
2. Les organes externes
2.1. Vulve
2.2. Grandes et petites lèvres
3. Les organes internes
3.1. Le vagin
3.2. L’utérus
3.3. Ovaires
3.4. Utérines
II. FLORE BACTERIENNE DES VOIES GENITALES
1. Flore de l’urètre
2. Flore vaginale normale
3. Flore urogénitale au cours de la grossesse
III. INFECTIONS BACTERIENNES ET GROSSESSE
1. Pathologies
1.1. Cervicites
1.1.1. Streptococcus agalactiae
1.1.1.1.Epidémiologie
1.1.1.2.Physiopathologie
1.1.1.3. Diagnostic
1.1.1.3.Traitement
1.1.2. Escherichia coli
1.1.2.1. Epidémiologie
1.1.2.2. Physiopathologie
1.1.2.3. Diagnostic
1.1.3. Neisseria gonorrhoeae
1.1.3.1. Epidémiologie
1.1.3.2. Physiopathologie
1.1.3.3. Diagnostic biologique
1.1.3.4. Traitement
1.1.4. Chlamydia trachomatis
1.1.4.1. Epidémiologie
1.1.4.2. Physiopathologie
1.1.4.3. Diagnostic biologique
1.1.4.3. Traitement
1.2. Les vaginoses bactériennes
1.2.1. Gardnerella vaginalis
1.2.2. Mobiluncus spp
1.2.3. Mycoplasmes génitaux
1.3. Autres infections : vaginites bactériennes
1.3.1. Vaginites à Trichomonas vaginalis
1.3.2. Candidose bactérienne
Deuxième partie: Etude expérimentale
I. Cadre, type et période d’étude
I.1. Cadre d’étude
I.1.1. Le laboratoire de bactériologie et virologie
I.1.2. Présentation de l’unité de bactériologie
I.2. Type et période d’étude
I.3. Population d’étude
II. Matériels et méthodes
II.1. Matériels et réactifs
II.1.1. pour les prélèvements
II.1.2. Pour l’analyse bactériologique
II.1.2.1. Equipements
II.1.2.2. Verrerie et autres consommables
II.1.2.3. Produits chimiques – Réactifs – Milieux de culture
II.2. Méthodes
II.2.1. Les prélèvements
II.2.1.1. Les conditions à respecter
II.2.1. 2. L’interrogatoire
II.2.2.1. Examen macroscopique
II.2.2.1.1. Aspect des sécrétions
II.2.2.1.2. Le pH vaginal
II.2.2.1.3. L’odeur
II.2.2.2. Examen microscopique
II.2.2.2.1. L’état frais
II.2.2.2.2. La coloration de Gram
II.2.2.3. Mise en culture
II.2.2.3.1. Identification des Candida
II.2.2.3.2. Identification du gonocoque
II.2.2.3.3. Identification des streptocoques β hémolytique
II.2.2.3.4. Identification des entérobactéries
II.2.3. Interprétation des résultats
II.2.4. Sérologie Chlamydiae
II.2.5. Diagnostic de l’infection à mycoplasmes
II.2.3. Collecte des données
II.2.4. Analyse des données
III.1. Caractéristiques générales de la population d’étude
III.2. Prévalence des infections bactériennes
III.2.1. Prévalence des infections vaginales à entérobactéries
III.2.1.1. Prévalence globale
III.2.1.2. Evolution de la prévalence ente 2013 et 2016
III.2.2. Prévalence des vaginoses bactériennes à Gardnerella vaginalis
III.2.2.1. Prévalence globale
III.2.2.2. Evolution de la prévalence ente 2013 et 2016
III.2.3. Prévalence des vaginoses bactériennes à mycoplasmes
III.2.3.1. Vaginose à Ureaplasma urealyticum
III.2.3.1.1. Prévalence globale
III.2.3.1.2. Evolution de la prévalence ente 2013 et 2016
III.2.3.2. Vaginose à Mycoplasma hominis
III.2.3.2.1. Prévalence globale
III.2.3.2.2. Evolution de la prévalence entre 2013 et 2016
III.2.4. Prévalence des infections à streptocoques β hémolytique
III.2.5. Prévalence des infections à Chlamydia trachomatis
III.2.6. Prévalence des vaginites à Candida albicans et à Trichomonas vaginalis
III.2.6.1. Vaginites à Candida albicans
III.2.6.2. Vaginites à Trichomonas vaginalis
IV. Discussion
IV.2. Distribution des infections vaginales à entérobactéries
IV.3. Distribution des vaginoses bactériennes à Gardnerella vaginalis
IV.4. Distribution des vaginoses bactériennes à mycoplasmes
IV.4.1. Distribution des vaginoses à Ureaplasma urealyticum
IV.4.2. Distribution des vaginoses à Mycoplasma hominis
IV.5. Distribution des infections à streptocoque β hémolytiques
IV.6. Distribution des infections à Chlamydia trachomatis
IV.7. Distribution des vaginites à Candida albicans et à Trichomonas vaginalis
IV.7.1. Distribution des vaginites à Candida albicans
IV.7.2. Distribution des vaginites à Trichomonas vaginalis
Conclusion et recommandations
Références bibliographiques
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