Soutenance mémoire
Le diabète sucré est une maladie chronique endocrinienne, qui est devenu un problème majeur de santé publique. Selon les dernières estimations de la fédération internationale du diabète (FID), plus de 415 millions des personnes sont aujourd’hui affectées dans le monde et que leur nombre pourrait doubler d’ici 2025 (Haribabu et al., 2013). Cette pathologie est le plus souvent accompagné d’anomalies du métabolisme des lipides, caractérisées par des concentrations élevées en triglycérides, cholestérol total, LDL, et réduites en HDL (Sebbagh et al., 2007). Ces anomalies représentent un important facteur de risque des maladies cardiovasculaires (Maahs et al., 2001).
C’est une maladie métabolique caractérisée par une hyperglycémie permanente avec une glycémie à jeun supérieure ou égale à 1.26 g/l (7 mmol/l) à 2 reprises consécutives ; ou une glycémie aléatoire supérieure ou égale 2 g/l (11 mmol/l) qui résulte d’un défaut de sécrétion ou d’action de l’insuline, ou de ces deux anomalies associées (Boucher et Barbara, 2011). L’hyperglycémie chronique du diabète est associée à long terme à des dommages, un dysfonctionnement et l’incapacité des organes, en particulier les yeux, les reins, les nerfs et le système cardiovasculaire (Turan et al., 2010).
En général, le diabète sucré se développe en réponse à une altération des cellules β du pancréas secrétant de l’insuline. Cette altération peut provenir d’un diabète sucré essentiel par laquelle les cellules β sont détruites par le système auto-immunitaire ou en tant que réponse diabétique secondaire à d’autres maladies essentielles telles qu’une maladie pancréatique, à des excès d’hormones anti-insuline, à des états provoqués par des médicaments ou à des anormalités génétiques autres que celles associées au diabète essentiel. Dans chaque cas, les cellules β ne peuvent pas produire l’insuline en quantité suffisante pour transporter de manière adéquate le glucose sanguin du sang vers les tissus sensibles à l’insuline (Drouin et al., 1999).
On distingue, selon la classification de l’OMS, le diabète de type 1 (le diabète insulinodépendant ou juvénile) est une maladie chronique et auto-immune (c’est-à dire que le corps détecte ses propres cellules comme étrangères et les détruit). Il est caractérisé par une production insuffisante d’insuline et exige une administration quotidienne d’insuline de synthèse (Cicolella et al., 2012).
Matériel biologique
Animaux d’élevage
Le matériel biologique de base que nous avons utilisé est le rat blanc Rattus rattus de la souche Wistar. Cent-douze (112) femelles et trente (30) mâles, provenant de l’institut Pasteur d’Alger, ont été acclimatés aux conditions de notre animalerie. A leur arrivée, ces animaux pesaient entre 180 et 210 g, et au début de l’expérimentation, ils pesaient en moyenne 240 ± 10 g.
Conditions d’élevage
Les animaux ont été élevés dans des cages translucides en polyéthylène tapissées d’une litière composée de copeaux de bois. Les cages ont été nettoyées et la litière changée une fois tous les deux jours. Les rats ont été adaptés aux conditions de l’animalerie : une température de 25 ± 2°C, une hygrométrie de 65 ± 5 % et une photopériode naturelle. La nourriture apportée à ces animaux est confectionnée sous forme de bâtonnets (fournis par l’office national d’alimentation de bétail (ONAB EL KSER BEJAIA – ALGERIE) constitués de maïs, d’orge, de lait et de compléments vitaminés, quant à l’eau de boisson, elle est présentée dans des biberons adaptés aux cages. L’aliment et l’eau sont fournis ad libitum.
Induction du diabète chez les rattes par la streptozotocine
La streptozotocine (STZ) est une glucosamine nitrosée, qui entraîne un effet cytotoxique sélectif des cellules β des îlots de Langerhans. C’est une substance chimique soluble dans l’eau, le sérum physiologique et les solvants organiques. Sa formule moléculaire est C8H15N3O7. La streptozotocine apparaît sous forme de poudre cristalline jaune pâle ou blanc cassé. Elle est couramment utilisée sur des modèles animaux pour l’étude du diabète (Frode et Medeiros, 2008). Elle est constituée d’un résidu de glucose auquel se lie un carbone (2), un résidu nitrourée méthylé. In vivo, sa demi-vie est de 5 à 15 minutes. Il est possible que l’entité glucidique de la molécule facilite son internalisation via les transporteurs GLUT2 membranaires des endocrinocytes β pancréatiques (White, 1963).
Le diabète a été induit chez les rattes des groupes (D), (D+G), (D+S) et (D+G+S) avant la gestation par une seule injection intra-péritonéale de STZ [Sigma-Aldrich] à la dose de 50mg/kg de poids corporel. La streptozotocine a été préparée dans un tampon citrate (1ml/kg, pH 4.5). L’hyperglycémie est confirmée 72 heures après l’injection de (STZ).
Détermination du profil glycémique
Au cours de la phase expérimentale, nous procédons à la détermination du profil glycémique chez toutes les rattes. Nous disposons d’un glucomètre manuel (ONE TOUCH Verio) pour mesurer instantanément la glycémie (exprimée en g/l) à partir de la veine caudale (Hiramatsu et al., 2002) de chaque ratte : (Avant la gestation : jours 1 et 4 de l’expérimentation), (Pendant la gestation : jour gestationnel 1, jour gestationnel 14, jour gestationnel 19) .
Identification œstrale et accouplement
Les rattes des différents groupes ont été séparées, chacune dans une cage. Les premiers frottis vaginaux ont été effectués chez toutes les femelles afin d’identifier les phases du cycle oestrien. La technique du frottis vaginal consiste à prélever, au moyen d’une anse métallique, le liquide visqueux retrouvé au niveau des parois du vagin de la ratte. Une fois prélevé, le frottis est étalé sur une lame pour procéder à la coloration selon la méthode de Issac et Wurch (1966) qui consiste à appliquer quelques gouttes du bleu de méthylène sur la lame puis rincer à l’eau distillée.
La lecture se fait sous microscope (B1 series system microscopiques, Motic Inc, USA), ou l’on observe les trois types cellulaires suivants : les cellules épithéliales, les cellules kératinisées et les leucocytes. L’identification des différentes phases du cycle oestrien s’effectue en fonction de l’abondance relative de ces types cellulaires au niveau du frottis . La production cyclique par l’ovaire d’œstrogènes et de progestérone entraine des remaniements des muqueuses utérine et vaginale. L’augmentation du taux d’œstrogènes au moment de l’œstrus entraine un accroissement de la kératinisation des cellules épithéliales du vagin. Une invasion leucocytaire de l’épithélium vaginal succède à cet état au moment du metœstrus et du diœstrus.
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Table des matières
1. INTRODUCTION
2. MATERIEL ET METHODES
2.1.Matériel biologique
2.1.1. Animaux d’élevage
2.1.2. Conditions d’élevage
2.2. Méthodes
2.2.1. Préparation des groupes expérimentaux
2.2.2. Induction du diabète chez les rattes par la streptozotocine
2.2.3. Détermination du profil glycémique
2.2.4. Identification œstrale et accouplement
2.2.5. Suivi du poids corporel
2.2.6. Administration du gingembre
2.2.7. Stress de contention
2.2.8. Planification expérimentale
2.2.8.1. Expérimentation 1 : Etude maternelle
2.2.8.2. Expérimentation 2 : Etude de la progéniture
2.2.9. Tests comportementaux relatifs à l’étude maternelle
2.2.9.1. Test du champ ouvert (Open Field; OF)
2.2.9.2. Test du labyrinthe en croix surélevé (Elevated Plus Maze ; EPM)
2.2.10. Prélèvement maternel
2.2.11. Dosage hormonal
2.2.11.1. Dosage de l’insuline
2.2.11.2. Dosage de l’hormone adénocorticotrope (ACTH)
2.2.12. Dosage des paramètres biochimiques
2.2.12.1. Dosage du cholestérol
2.2.12.2. Dosage des triglycérides
2.2.12.3. Dosage de la créatinine
2.2.12.4. Dosage de l’urée
2.2.13. Etude tératologique
2.2.14. Tests relatifs à l’étude de la progéniture
2.2.14.1. Test de retournement (PND 3)
2.2.14.2. Test de géotaxie négative (PND 8)
2.2.14.3. Test de reconnaissance d’objets (PND 45)
2.2.15. Analyse statistique des données
3. RESULTATS
3.1. Etude maternelle
3.1.1. Suivi du poids corporel
3.1.2. Variation du comportement
3.1.2.1. Test du champ ouvert (Open field)
3.1.2.2. Test du labyrinthe en croix surélevée (Elevated Plus Maze)
3.1.3. Variation des paramètres biochimiques
3.1.3.1. Variation de la glycémie
3.1.3.2. Variation du cholestérol
3.1.3.3. Variation des Triglycérides
3.1.3.4. Variation de l’urée
3.1.3.5. Variation de la créatinine
3.1.4. Variation des paramètres hormonaux
3.1.4.1. Concentration plasmique d’insuline
3.1.4.2. Concentration plasmique d’ACTH
3.2. Etude de la progéniture
3.2.1. Mesures fœtales et néonatales relatives à la tératologie
3.2.2. Poids corporel des rattons
3.2.3. Poids corporel chez les mâles et femelles
3.2.4. Variation des paramètres du neurodéveloppement postnatal des rattons
3.2.4.1. Test de retournement (PND3)
3.2.4.2. Test de géotaxie négative (PND 8)
3.2.4.3. Test de reconnaissance d’objets (PND 45)
4. DISCUSSION
4.1. Etude maternelle
4.2. Etude de la progéniture
5.CONCLUSION
6. PERSPECTIVES
REFERENCES BIBLIOGRAPHIQUES
ANNEXES
