Hybridation in situ sur coupes d’organes

Hybridation in situ sur coupes d’organes

Taxonomie

Avant 1993, les bactéries du genre Rochalimaea, dont Rochalimaea henselae, étaient placées au sein de la tribu des Rickettsiaceae avec les genres Coxiella et Rickettsia. Le genre Bartonella était quant à lui placé dans la famille des Bartonellaceae avec le genre Grahamella.
En 1993, des études d’ hybridation ADN -ADN et des séquences des gènes codant pour la fraction 16S de l’ ARNr ont montré que le genre Rochalimaea et le genre Bartonella ne forment qu’ un seul et même genre. Les espèces du genre Rochalimaea (R. elizabethae, R. henselae, R. quintana et R. vinsonii) sont alors transférées au sein du genre Bartonella (qui ne comptait qu’ une seule espèce, B. bacilliformis). Les études phylogénétiques menées en 1993 ont aussi démontré que le genre Bartonella n’ appartient pas aux rickettsiales, que les bartonelles appartiennent à la sous-division alpha des proteobacteries et que les genres les plus proches de Bartonella sont Brucella et Agrobacterium.
En 1994, il est démontré que les espèces du genre Grahamella (G. peromysci, G. talpae, G. doschiae, G. grahamii, G. taylorii) sont en fait des bartonelles et sont transférées au sein du
genre Bartonella.
En 1996, Lawson et Collins décrivent une nouvelle bartonelle, Bartonella clarridgeiae. En 1999, Droz et al. décrivent une nouvelle espèce, B. koehlerae, isolée du sang de deux chatons vivant dans le même foyer dans la région de San Francisco. B. koehlerae est très proche de B. henselae mais les deux espèces ont pu être différenciées sur la base d’analyses phénotypiques et génomiques. Depuis sa description, B. koehlerae n’a fait l’objet d’aucune autre publication. Aujourd’ hui, le genre Bartonella regroupe les espèces bactériennes anciennement classées au sein des genres Rochalimaea et Grahamella et des bactéries décrites depuis 1993 et comprend
L’étude du gène codant pour la fraction 16S de l’ARNr a permis de répartir les souches de B. henselae en deux groupes appelés génotypes I et II. Ces deux groupes pourraient en fait constituer deux sous-espèces. La prévalence des deux génotypes est variable selon les pays. Le génotype I pourrait être plus virulent que le génotype II. Des études portant sur divers gènes et combinant différentes techniques d’analyse génomique ont montré qu’il existe en fait de nombreux variants au sein de l’espèce B. henselae. En France, sur les 50 souches isolées en 1997 par Heller et al., 17 appartenaient à B. henselae type I, 18 appartenaient à B. henselae type II et 15 appartenaient à B. clarridgeiae. Les chats peuvent être co-infectés par B. henselae type I et type II ou par B. henselae et B. clarridgeiae.

Morphologie

Les bartonelles sont des bacilles ou coccobacilles polymorphes à Gram négatif. B. henselae est un petit bacille immobile parfois légèrement incurvé de 0,5 à 0,6 µm de diamètre pour 1 à 1,2 µm de longueur . B. clarridgeiae est un petit bacille ou coccobacille légèrement incurvé de 0,5 µm de diamètre pour 1,2 µm de longueur qui possède une ciliature polaire d’ environ trois flagelles.

Caractéristiques biochimiques et culturales

Caractéristiques biochimiques de Bartonella henselae. Comme toutes les bartonelles, B. henselae est aérobie. B. henselae est oxydase et uréase négative. Elle est catalase négative ou faiblement positive. Elle ne fermente pas les sucres.
B. henselae métabolise la glycine, la glycylglycine, la glycine-L-arginine, la L-arginyl-Larginine, la L-lysyl-L-alanine, la L-alanine.
Caractéristiques biochimiques de Bartonella clarridgeiae.
Comme toutes les bartonelles, B. clarridgeiae est aérobie. B. clarridgeiae est catalase, oxydase et nitrate réductase négative. Elle ne fermente pas les
sucres. B. clarridgeiae métabolise la leucyl-glycine, la glycylglycine, la glycine, la L-leucine, la proline, la phénylalanine, l’ ar ginine, la sérine, le L-tryptophane, la méthionine et la L-lysine

Caractéristiques culturales de Bartonella henselae.

La croissance optimale est obtenue sur des milieux additionnés de 5 p.cent de sang de mouton ou de lapin avec une incubation à 35°C, dans une atmosphère humide, enrichie en CO2. Lors de la première culture, les colonies sont très petites, sèches, blanches, irrégulières, en choux-fleurs et adhèrent à la gélose. Après plusieurs cultures successives, les colonies deviennent lisses, brillantes et adhèrent moins à la gélose. Dans les conditions optimales, les colonies apparaissent en 5 à 15 jours minimum lors de la première culture mais apparaissent plus vite lors des cultures suivantes. Il est aussi possible de cultiver B. henselae sur cellules endothéliales humaines, cellules Vero, cellules HeLa, cellules L929, cellules de carcinomes humains. La culture nécessite 10 à 15 jours. Lors de culture sur cellules Vero, B. henselae a été localisée principalement à l’ intérieur des cellules : les bactéries se regroupent en grappes de nombreuses bactéries à proximité du noyau de la cellule Vero.

Caractéristiques culturales de Bartonella clarridgeiae

B. clarridgeiae est cultivable sur gélose cœur-cervelle, gélose Brucella, gélose Columbia, gélose Schaedler et gélose trypticase soja enrichis de 5 à 10 p.cent de sang de mouton et sur gélose chocolat. L’ incubation se fait à une température de 30 à 35°C dans une atmosphère humide. Il n’ est pas nécessaire d’ enrichir l’ atmosphère en CO2.La croissance optimale est obtenue pour les géloses cœur-cervelle enrichie de 10 p.cent de sang de mouton et Columbia enrichie de 5 p.cent de sang de mouton, avec une incubation à 35°C sans CO2.On obtient alors des colonies de 1à 2 mm de diamètre en 10 à 20 jours. Lors de la première culture, les colonies sont blanches et irrégulières, en choux-fleurs, et adhèrent à la gélose. Après plusieurs cultures successives, les colonies deviennent lisses et circulaires. Il est aussi possible de cultiver B. clarridgeiae sur cellules Vero

Table des matières

ABREVIATIONS
INTRODUCTION
CHAPITRE 1 : HAEMOBARTONELLA FELIS
1.Préambule
2.Données fondamentales
2.1. Taxonomie
2.2. Morphologie
2.2.1. Haemobartonella felis
2.2.2. »Candidatus Mycoplasma haemominutum »
2.3. Physiopathologie
2.3.1.Cellules cibles
2.3.2.Pathogénie
3.Données cliniques
3.1. Symptômes
3.2.Examens complémentaires
3.2.1.Numération et formule sanguine
3.2.2.Paramètres biochimiques
3.2.3.Analyses urinaires
3.3. Examens post-mortem
3.4. Diagnostic
3.4.1. Culture
3.4.2. Tests sérologiques
3.4.3. Frottis sanguins
3.4.4. Hybridation in situ sur coupes d’organes
3.4.5. PCR
3.5. Traitement
3.5.1. Antibiotiques
3.5.2. Corticoïdes
3.5.3. Recommandations
3.6. Pronostic
3.6.1. Haemobartonella felis
3.6.2. « Candidatus Mycoplasma haemominutum »
3.7. Prophylaxie
4.Epidémiologie
4.1. Espèces sensibles
4.2. Habitat
4.3. Répartition géographique
4.4. Prévalence et incidence
4.4.1. Haemobartonella felis
4.4.2. « Candidatus Mycoplasma haemominutum »
4.5. Modes de contamination
4.6. Vecteurs
4.7. Réservoirs
5.Conséquences sanitaires
6.Conclusion
CHAPITRE 2 : LE GENRE BARTONELLA
1.Préambule
2.Données fondamentales
2.1.Taxonomie
2.2.Morphologie
2.3.Caractéristiques biochimiques et culturales
2.3.1.Caractéristiques biochimiques de Bartonella henselae
2.3.2.Caractéristiques biochimiques de Bartonella clarridgeiae
2.3.3.Caractéristiques culturales de Bartonella henselae
2.3.4. Caractéristiques culturales de Bartonella clarridgeiae
2.4.Physiopathologie
2.4.1.Cellules cibles
2.4.2.Pathogénie
3.Données cliniques
3.1.Bactériémie
3.2.Symptômes
3.3.Examens complémentaires
3.3.1.Numération et formule sanguine
3.3.2.Analyse histologique des lésions
3.4.Examens post-mortem
3.5.Diagnostic
3.5.1.Culture et isolement
3.5.2.Techniques sérologiques
3.5.3.Techniques génomiques
3.5.4.Frottis, calques et coupes d’organes
3.6.Traitement
3.7.Pronostic
3.8.Prophylaxie
4.Epidémiologie
4.1.Autres espèces atteintes
4.2.Répartition géographique
4.3.Prévalence
4.4.Modes de contamination
4.5.Vecteurs
4.6.Réservoirs
5.Conséquences sanitaires
5.1.Forme classique de la maladie des griffes du chat
5.2.Formes atypiques de la maladie des griffes du chat
5.3.Rôle du chat
6.Conclusion
CHAPITRE 3 : LE GENRE EHRLICHIA
1.Préambule
2.Données fondamentales
2.1.Taxonomie
2.2.1.Classification historique
2.2.2.Données récentes
2.2.3.Conclusion
2.2.Morphologie
2.3.Caractéristiques biochimiques et culturales
2.4.Physiopathologie
2.4.1.Cellules cibles
2.4.2.Pathogénie
3.Données clinique
3.1.Symptômes
3.2.Examens complémentaires
3.2.1.Numération et formule sanguine
3.2.2.Paramètres biochimiques
3.2.3.Electrophorèse des protéines sériques
3.3.Diagnostic
3.3.1.Culture et isolement
3.3.2.Frottis sanguins
3.3.3.Sérologie
3.3.4.PCR
3.3.5.Hybridation in situ
3.4.Traitement
3.5.Pronostic
3.6.Prophylaxie
4.Epidémiologie
4.1.Espèces atteintes
4.2.Répartition géographique
4.3.Prévalence et incidence
4.4.Modes de contamination
4.5.Vecteurs
5.Conséquences sanitaires
6.Conclusion
CHAPITRE 4 : FRANCISELLA TULARENSIS
1.Définition et historique
2.Données fondamentales
2.1. Taxonomie
2.2. Morphologie
2.3. Caractéristiques culturales et biochimiques
2.3.1.Caractéristiques culturales
2.3.2.Caractéristiques biochimiques
2.4. Physiopathologie
2.4.1.Cellules cibles
2.4.2.Pathogénie
3.Données cliniques
3.1.Symptômes
3.2.Examens complémentaires
3.2.1.Numération et formule sanguine
3.2.2.Ponction de moelle osseuse
3.2.3.Paramètres biochimiques
3.2.4.Analyses urinaires
3.3.Examens post-mortem
3.4.Diagnostique
3.4.1.Observation au microscope
3.4.2.Isolement.
3.4.3.Test d’ agglutination
3.4.4.Tests ELISA.
3.4.5.Intradermo-réaction
3.4.6.Test de stimulation des lymphocyte
3.4.7.Hybridation in situ
3.4.8.PCR
3.4.9.Conclusion
3.5.Traitement
3.6.Pronostic
3.7.Prophylaxie
4.Epidémiologie
4.1.Espèces sensibles
4.2.Habitat
4.3.Répartition géographique
4.4.Incidence
4.5.Mode de contamination
4.6.Vecteurs
4.7.Réservoirs
5.Conséquences sanitaires
6.Conclusion
CHAPITRE 5 : COXIELLA BURNETII
1. Définition. Historique
2. Données fondamentales
2.1. Taxonomie
2.2. Morphologie
2.3. Caractéristiques culturales et biochimiques
2.4. Physiopathologie
2.4.1. Cellules cibles
2.4.2. Pathogénie
3. Données cliniques
3.1. Symptômes
3.2. Examens post-mortem
3.3. Diagnostic
3.3.1. Culture
3.3.2. Observation au microscope
3.3.3. Méthodes sérologique
3.3.4. PCR
3.3.5. Analyse des RFLPs
3.4. Traitement
3.5. Prophylaxie
3.5.1. Prophylaxie sanitaire
3.5.2. Prophylaxie médicale
4.Epidémiologie
4.1. Espèces infectées
4.2. Habitat et résistance
4.3. Répartition géographique
4.4. Prévalence et incidence
4.5. Modes de contamination et facteurs de risque
4.5.1. Modes de contamination
4.5.2. Facteurs de risque
4.6. Vecteurs
4.7.Réservoirs
5.Conséquences sanitaires
6.Conclusion
CHAPITRE 6 : LE GENRE RICKETTSIA
1.Taxonomie
2.Rickettsia felis
2.1.Historique
2.2.Classification au sein du genre Rickettsia
2.3.Caractéristiques morphologiques et culturales
2.4.Données épidémiologiques
2.4.1.Espèces atteintes
2.4.2.Répartition géographique
2.4.3.Prévalence
2.4.4.Vecteurs
2.5.Conséquences sanitaire
3.Rickettsia rickettsii
3.1.Historique
3.2.Classification au sein du genre Rickettsia
3.3.Caractéristiques morphologiques et culturales
3.4.Données épidémiologiques
3.4.1.Espèces atteintes
3.4.2.Répartition géographique
3.4.3.Prévalence
3.4.4.Vecteurs
3.4.5.Réservoirs
3.5.Conséquences sanitaires
4.Conclusion
CONCLUSION
BIBLIOGRAPHIE

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