Soutenance mémoire
Généralités sur l’utilisation des filets anti-insectes
Revue de littérature
Présentation du ravageur : Plutella xylostella L. (Lepidoptera-Plutellidae)
Généralités (Origine, identification et géographie)
P. xylostella est un insecte cosmopolite inféodé aux crucifères (Talekar et Shelton, 1993), dont une souche a été signalée sur le Pois (Pisum sativum L.) par Roßbach et al. (2005). Il serait originaire du bassin méditerranéen (Talekar et Shelton, 1993; Cordero, 2005) ou d’Afrique australe (Cordero, 2005). C’est un petit papillon de forme allongée (5 à 6 mm de long, 2 mm de large) avec des antennes prononcées et une envergure ailée variant entre 12 et 13 mm. Sa couleur d’ensemble varie du gris au marron. Il porte le long de son dos une large bande de couleur crème ou marron clair, qui se restreint lorsque le papillon est au repos pour former un ou plusieurs dessin en forme de diamants de couleur plus claire (figure 1), surtout chez le mâle (Talekar et Lin, 1998; Sandur, 2004; Cordero, 2005; Cordero et Kuhar, 2009) d’où lui vient son nom anglais, Diamondback moth.
Biologie et écologie
Les adultes sont nocturnes, actifs dès le crépuscule et se nourrissent de rosée. Leurs vols sont saccadés et courts, toutefois, ils sont capables de migrations longues à haute altitude (Talekar et Shelton, 1993; Chapman et al., 2002; Goodwin et Danthanarayana, 1984; Wood et al., 2008). Les femelles pondent juste après l’accouplement. L’oviposition est stimulée par la présence des glucosinolates dans les crucifères (Talekar et Shelton, 1993) et dure en moyenne 4 jours, pendant lesquels entre 18 et 356 œufs sont pondus, avec une moyenne de 159 œufs par femelle (Harcourt, 1957). Les œufs sont déposés essentiellement le long des nervures des feuilles et très peu sur les tiges et les pétioles (Talekar et Shelton, 1993); ils sont actifs entre -5° et 40° C (Talekar et Shelton, 1993; Gu, 2009).Le cycle de développement est accéléré par les températures élevées. Cela explique la prolifération de ce ravageur dans les zones tropicales où la température reste élevée toute l’année (Talekar et Lin, 1998). Ses traits d’histoire de vie (survie, fécondité, vitesse de développement..) peuvent être affectés par la plante hôte (Talekar et Shelton, 1993; BadenesPerez et al., 2009; Saeed et al., 2010; Talebi et Fathipour, 2009). Son cycle de développement comporte 4 étapes (figure 1).Les œufs (L=0,4 mm, l=0,2 mm) sont ovales, jaune brun ou vert pâle. Il y a 4 stades larvaires (L1 (2 jours), L2 (3 à 4 jours), L3 (3 à 4 jours), L4 (4 à 5 jours)). La pupe mesure 1 cm de long et 0,4 cm de large. Initialement verte, elle vire progressivement sur le marron. (Talekar et Shelton, 1993; Cordero et Kuhar, 2009; Talekar et Lin, 1998).
Dégâts et stratégies de lutte
Les dégâts sont provoqués par les 4 stades larvaires. La chenille nouvellement sortie de son œuf (L1) commence à s’alimenter en minant dans les tissus de la feuille, la vidant de son contenu, et lui donnant un aspect de fenêtre (figure 2). Les chenilles plus âgées sont des ravageurs externes, qui consomment le limbe entièrement (Talekar et Lin, 1998).
Deux principales stratégies (la lutte chimique intensive et la lute intégrée) sont adoptées suivant le type d’exploitation.*Les petites exploitations des pays en développement pratiquent essentiellement la lutte chimique (Talekar et Shelton, 1993).Cette stratégie s’avère peu efficace en raison de la sélection rapide de populations résistantes aux différents insecticides mais contribue par contre à réduire les populations d’ennemis naturels (Kao et Tzeng, 1990; Talekar et Shelton, 1993; Ooi, 1990; Hill et Foster, 2000) rendant peu efficaces les différents programmes de lutte biologique mis en place, dans ses régions (Ooi, 1990; Nyambo et Löhr, 2005).*Dans les grandes exploitations des pays développés la lutte est aujourd’hui basée sur la lutte intégrée (Talekar et Shelton, 1993; Alonso, 2005) reposant principalement sur la combinaison de trois composantes : a) le suivi des parcelles pour évaluer le niveau de dégâts et évaluer le seuil d’infestation, b) l’application de pesticides à base de toxine de Bacillius thuringiensis quand c’est nécessaire et c) le recours à la lutte biologique par des lâchers périodiques de parasitoïdes (Mitchell et al., 1997; Cameron et al., 2000).
Généralités sur l’utilisation des filets anti-insectes
Le filet anti-insecte constitue une barrière physique entre les ravageurs et les plantes cultivées (Weintraub et Berlinger, 2004). Développée au siècle dernier, c’est probablement la méthode de lutte physique la plus efficace contre les arthopodes (Weintraub, 2009). Le filet anti-insecte en agriculture a été initialement conçu pour lutter contre la mouche blanche Bemisia tabacci Gennadius, devenue le facteur limitant de la production de tomate en Israël vers la fin des années 1970 (Weintraub et Berlinger, 2004). Utilisés dans les serres pour empêcher l’accès aux insectes, notamment par les ouvrants et les faces latérales (Ajwang et al., 2002), il remplace dans le cas des abris filet, les plastiques et verres utilisés dans les serres. Les abris-filet sont des systèmes de culture horticole protégées à base de filet anti-insectes. Ils sont de plus en plus populaires chez les producteurs car ils sont moins coûteux que les serres, permettent de réduire l’usage des pesticides et ont un moindre impact sur le microclimat des cultures (Weintraub, 2009; Möller et al., 2003; Polston et Lapidot, 2007). Selon Ajwang et al. (2002), les agriculteurs souhaitant recourir à l’utilisation des filets anti-insectes dans ces systèmes de culture sont cependant confrontés à des questions d’ordre pratique, dont les plus importantes sont :
-Quelle maille retenir en fonction des insectes cibles ?
-Quel est l’impact de cette barrière sur le microclimat (aération, humidité relative, température, ombrage…) ?
Quelle efficience des mailles des filets anti-insectes ?
L’utilisation des filets anti-insectes a fait preuve d’une très grande efficacité, pour réduire les infestations. Toutefois, les filets doivent être mis en place avant l’arrivée des insectes puisqu’ils ne contrôlent pas ceux déjà présents sur la culture à protéger (Berlinger et al., 1999; Weintraub et Berlinger, 2004). A partir des années 90, des travaux ont été effectués sur leur efficacité suite aux explosions de populations de B. tabaci dans le bassin méditerranéen et en Israël notamment, (Teitel et al., 1999; Taylor et al., 2001; Berlinger et al., 2002; Ajwang et al., 2002; Weintraub, 2009; Polston et Lapidot, 2007). Bethke et Paine (1991; 1994) ont ainsi défini les dimensions optimales des mailles pour exclure les Hémiptères tels que les Aleurodes (dont B. tabaci), les Aphides (dont Aphis gossypii Glover et Myzus persicae Sulzer), les Diptères (dont Liriomyza trifolii Burgess, notamment) et les Thysanoptères (dont Frankiniella occidentalis Pergande). Le tableau 1 présente leurs résultats tandis que le tableau 2 indique les recommandations du Centre Technique Interprofessionnel des fruits et Légumes (CTIFL) (Gerst, 1993) pour les principaux ravageurs en France. Le maillage des filets anti-insectes peut se mesurer en mesh (nombre de trous par pouce) mais aussi en µm ou en mm(Ajwang et al., 2002)
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Table des matières
Remerciements
Liste des tableaux
Liste des figures
Introduction
Revue de littérature
1-Présentation du ravageur : Plutella xylostella L. (Lepidoptera-Plutellidae)
1-1-Généralités (Origine, identification et géographie)
1-2-Biologie et écologie
1-3-Dégâts et stratégies de lutte
2-Généralités sur l’utilisation des filets anti-insectes
2-1-Quelle efficience des mailles des filets anti-insectes ?
2-2-Utilisation des filets anti-insectes contre les lépidoptères
2-3-Les filets anti-insectes et la protection intégrée
2-4-Impact des filets anti-insectes sur le microclimat des cultures
3-Conclusion partielle
Matériels & méthodes
1-Matériels d’étude au laboratoire et analyse statistiques
1-1-Les insectes et les plantes
1.2-Les filets anti-insectes
2-Evaluation au laboratoire de l’efficacité des filets comme barrière physique
3-Etude en laboratoire du comportement d’oviposition de P. xylostella
3-1-Evaluation des supports de ponte en boite de Pétri
3-1-1-Test sans choix
3-1-2-Tests de choix
3-2-Comportement de ponte face à un plant protégé par un filet
3-2-1-Test sans choix
3-2-2-Test de choix
4-Evaluation de l’efficacité du système de culture sous filet au champ
5-Analyse statistiques
Résultats
1- Evaluation au laboratoire de l’efficacité des filets comme barrière physique
1-1-Contre P. Xylostella
1-2-Contre C. plutellae
2-Etude en laboratoire du comportement d’oviposition de P. xylostella
2-1-Test sans choix en boite de Pétri
2-2-Analyse des pontes sur les feuilles et les filets
2-3-Test de choix de site d’oviposition en boîte de Pétri
2-3-1-Cas 1 : Choix entre deux filets, une feuille de chou et le fond de la boite
2-3-2-Cas 2 : Choix entre des portions de feuille de chou couvertes ou non de différents filets
2-5-Test d’oviposition de choix sur des plants protégés par un filet anti-insecte
3-Essai en plein champ
3-1-Suivi des populations de ravageurs et de pathogènes
3-1-1-Les lépidoptères : Plutella xylostella et Pieris spp
3-1-2-Les pucerons
3-1-3-L’oïdium
3-2- Effet des filets sur la pommaison et le rendement
3-3-Effets des filets sur le microclimat de la culture
Discussion des résultats
1-Evaluation de l’effet barrière des filets au champ
2- Evaluation de l’effet barrière des filets au laboratoire
3- Comportement d’oviposition de Plutella xylostella
3-1-Effet inhibiteur des filets sur les pontes
3-2-Analyse des pontes sur les filets
3-3-Arbre de décision
Conclusion
Bibliographie
Annexes.
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