Soutenance mémoire
La détention en captivité de la faune sauvage est une pratique très ancienne et elle se développe en se diversifiant compte-tenu des buts poursuivis [DESME-GOBILLOT, 1998 ; HAGBERG, 2018 ; DONZEAUX, 2010]. Cette pratique n’est pas épargnée par les évolutions sociétales et environnementales avec lesquelles elle interagit tant soit peu. Les pratiques de la captivité d’animaux sauvages sont diverses et variées en raison des buts poursuivis et les particularités des modes d’élevage et des espèces captivées [DELEPORTE, 2005]. En effet, les systèmes d’élevage et les réglementations nationales et internationales qui régissent ces pratiques sont très variables et il importe de les connaitre. De même, la faune sauvage, à l’instar d’autres animaux domestiques, fait l’objet de diverses affections de nature et de gravité diverses et variées. Ces affections ont un impact négatif sur la santé des animaux en captivité, des communautés, et sur les écosystèmes [COUDRAY, 2015]. Afin de contribuer à mieux connaitre ces affections, cette étude menée du 1er Septembre 2017 au 28 Février 2018 a pour objectif principal d’identifier les dominantes pathologiques de la faune sauvage en captivité dans des élevages et parcs animaliers en France. Comme objectifs spécifiques, il s’agit de collecter des données à partir des registres et des interviews auprès du personnel des structures visitées.
Généralités sur les élevages d’animaux sauvages en captivité
Cette revue bibliographique sera axée essentiellement sur les animaux en captivité dans les principales structures concernées par cette étude.
Généralités sur les oiseaux
Généralités sur les psittacidés
Les psittacidés font partie du super-ordre des néognathes et de la sous-classe des carinates parmi la classe des oiseaux.
Les psittacidés vivent le plus souvent en couple uni à vie, parfois au sein de grands groupes pouvant compter plusieurs centaines d’individus. Les couples sont logés en volières intérieures ou extérieures. Dans la partie intérieure, les distributeurs d’eau et de nourriture, ainsi qu’un nid de 50x100x50cm sont laissés à disposition toute la journée. Les aras macao dorment dans leur nid chaque soir. En oiseau de compagnie, il faut que le perroquet puisse sortir régulièrement et qu’il possède une volière dans le jardin. Ce sont des oiseaux qui ont besoin de se dépenser et d’avoir beaucoup d’attentions.
Particularités de l’examen clinique des psittacidés
Les oiseaux, tout comme les reptiles, présentent souvent peu de symptômes et, quand ils existent, les expriment à peine, ce qui rend le diagnostic d’autant plus difficile. Malheureusement, le plus souvent, lorsque ces symptômes deviennent visibles, il est trop tard pour agir, l’affection ayant trop évolué [TCHERNETSKAIA, 2008]. Au cours du recueil des commémoratifs et de l’anamnèse, il est possible d’observer l’attitude de l’animal. On note alors son état de vigilance, s’il semble curieux de ce nouvel environnement dans lequel il est placé, vif, actif, … ou bien prostré, immobile, « en boule » dans un coin de sa cage avec les yeux mi-clos [TOUZET, 2007]. On analyse l’état du plumage. Il est important d’être également attentif aux bruits anormaux qui peuvent être émis (toux, éternuements, bruits trachéaux, plaintes…) et, à l’inverse, à l’absence d’émission de sons habituels (gazouillis, chants, paroles ou sifflets d’imitation, …) Pour réaliser l’examen clinique rapproché de l’animal, il est nécessaire de le manipuler. Cela n’est pas toujours évident et il existe diverses méthodes de contention, adaptées à l’animal concerné, à son anatomie, à sa physiologie et à son agressivité, afin de limiter au maximum le stress pour l’animal et les dangers encourus par le manipulateur :
● Il faut tout d’abord rappeler que l’oiseau ne présente pas de diaphragme, le poumon n’est pas élastique mais solidement attaché aux côtes. Ainsi l’oiseau respire comme une sorte de soufflet. Les mouvements respiratoires, inspiratoires comme expiratoires, sont ici actifs, à la différence des mammifères où seule l’inspiration est active. Ainsi, la contention doit faire en sorte de ne pas gêner les mouvements d’élévation et d’abaissement du bréchet par rapport à la colonne vertébrale qui pourraient entrainer une défaillance respiratoire fatale
● Ensuite, une grande partie de l’ossature de l’oiseau est constituée d’os « pneumatisés » qui sont fragiles et facilement fracturables.
● Enfin, certains oiseaux, notamment ceux de très petite taille ou peu habitués à l’homme, sont très sensibles au stress et peuvent mourir subitement lors de la manipulation. La capture entraîne une accélération brutale et extraordinaire du rythme cardiaque. Ainsi, la pompe cardiaque peut échouer à amorcer la circulation sanguine ou une oreillette cardiaque peut éclater et il s’en suivra une mort subite par anoxie cérébrale. Le vétérinaire doit avertir le propriétaire de ce risque avant la capture.
● La capture doit être la moins stressante possible, que ce soit pour l’oiseau mais aussi pour le propriétaire et le manipulateur. Pour la sécurité de ce dernier, il est primordial de prendre garde au bec et aux ongles. Pour cela, la capture doit être réalisée le plus rapidement possible, les mains de l’opérateur étant protégées par des gants ou une serviette-éponge épaisse au besoin, après avoir éventuellement assombri la pièce.
● Pour les capturer, il est nécessaire de s’équiper d’une serviette-éponge épaisse, propre. On enveloppe alors l’oiseau dans l’épaisseur de la serviette de manière centripète, les membres ramenés le long du corps, aussi rapidement que possible. D’une main, on saisit la tête, fermement, entre le pouce et l’index positionnés de part et d’autre de la mandibule, au niveau des oreilles. Au milieu des plis du tissu, avec la deuxième main, on recherche ensuite les pattes afin de les saisir l’une après l’autre, les rapprocher et les immobiliser au niveau des cuisses. On peut ainsi maintenir l’oiseau droit, soit appuyé contre soi, soit sur la serviette étalée sur la table de consultation. Pour les oiseaux ayant un bec puissant et coupant, il est possible d’en sécuriser l’extrémité en réalisant un anneau de bande adhésive à l’aide de sparadrap ou de VetrapND.
● Une autre technique d’approche est possible avec les oiseaux dociles : le manipulateur fait tout d’abord monter l’oiseau sur sa main puis il approche doucement une serviette face à lui. Tout en maintenant fermement les doigts de l’oiseau avec son pouce, il saisit un coin de la serviette qu’il laisse mordre à l’oiseau, s’il le désire. Il en profite alors pour enrouler doucement la serviette autour de l’oiseau, avec l’autre main, celui-ci étant trop occupé à mordre la serviette. On examine l’oiseau dans sa totalité par étape, en observant : l’implantation des plumes, leur stade de croissance, leur intégrité, leur coloration et pigmentation, la présence de lignes de stress ou de parasites. Puis on examine la peau, sa couleur, sa souplesse, la présence de pellicules, de croûtes, de lésions inflammatoires, de masses anormales.
Les différentes zones à inspecter sont :
● le plumage et la peau de manière générale.
● la tête : les conduits auditifs, les yeux (cornée, iris, cristallin, vision), les paupières ainsi que la région périorbitaire, les narines, les cires (zone au-dessus des narines), le bec puis la cavité buccale (langue, choanes, palais, pharynx). Lors de cet examen, on reste attentif aux bruits anormaux pouvant être émis au niveau de l’appareil respiratoire supérieur. L’examen de la cavité buccale peut présenter des difficultés lors de la manipulation du bec et du fait de son ouverture limitée. Chez la plupart des psittacidés, pour l’ouverture du bec on conseille de passer un lasso de gaz autour de la maxille et un autour de la mandibule de façon à pouvoir ouvrir un peu plus le bec.
● le cou et l’entrée de la poitrine où l’on peut examiner le pouls jugulaire et le jabot respectivement, d’abord visuellement puis par palpation.
● les ailes et le dos : L’oiseau étant maintenu à plat ventre, on examine l’état du plumage et de la peau dans cette région et la mobilité qui est anormale lors de luxation ou de fracture.
● la poitrine et l’abdomen : on peut évaluer l’état d’embonpoint musculaire, ausculter le cœur, apprécier la texture et la couleur des organes sous-jacents par transparence, en écartant les plumes. On peut également palper l’abdomen à la recherche de masses anormales et ausculter les sacs aériens de cette région.
● le cloaque et la queue : aspect général du cloaque (dilatation, congestion, œdème, prolapsus, présence de papillomes…) et les souillures éventuelles des plumes périphériques ; état des rectrices et de la glande uropygienne, dorsalement à la queue, dans les espèces qui en sont pourvues.
● l’état des pattes et des serres.
Enfin la réalisation de réflexes spécifiques tel que le retournement lorsque l’animal est placé sur le dos permet de déterminer sa vivacité et de déceler un éventuel trouble de l’équilibre [GRENTZINGER, 2016].
Généralités sur les autruches
Contrairement aux psittacidés les autruches (Struthio camellus), ne font pas partie du superordre des néognathes, ce sont des paléognathes ou ratites, appartenant à la sous-classe des carinates parmi la classe des oiseaux. Ce sont des animaux sensibles au stress vivant à l’état naturel dans les savanes ouvertes et plaines d’Afrique.
Les autruches sont élevées dans de grands enclos ouverts et peu escarpés. Dans le cas d’élevage les animaux sont séparés par classe d’âge tandis qu’en parc animalier, les autruches cohabitent le plus souvent avec d’autres animaux adaptés au même écosystème. Les reproducteurs d’élevage sont le plus souvent en trios avec un mâle pour 2 femelles pour maximiser la fécondité du lot, tandis qu’en parc animalier les mâles sont fréquemment séparés des femelles pour éviter une multiplication anarchiques. D’autre part, les mâles sont moins fréquents en parc zoologique pour résoudre le problème de leur comportement belliqueux. Les enclos doivent être clôturés à 2,5m pour des animaux adultes afin d’éviter les évasions.
Particularités de l’examen clinique des ratites
Le sens le plus développé des autruches étant leur vue, avec un œil d’environ 70 g contre un cerveau de 40g seulement, la manière la plus appropriée de les contentionner afin de les manipuler est de les aveugler en mettant un seau profond rempli d’aliment à leur disposition puis de leur encapuchonner le cou afin d’amener la tête au niveau du thorax avant leur masquer la tête avec un sac en tissu sanglé autour du cou [DESME-GOBILLOT, 1998]. Leur bec est ensuite saisi à la main et maintenu fermement fermé.
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Table des matières
INTRODUCTION
PREMIERE PARTIE
Chapitre I : Généralités sur les élevages d’animaux sauvages en captivité
I.1. Généralités sur les oiseaux
I.1.1. Généralités sur les psittacidés
I.1.2. Généralités sur les autruches
I.2. Généralités sur les carnivores
I.2.1. Généralités sur les félidés
I.2.2. Généralités sur les canidés
I.3. Généralités sur les artiodactyles
I.3.1. Particularités de l’examen clinique des ruminants
I.4. Généralités sur les reptiles
I.4.1. Particularités de l’examen clinique des reptiles
I.5. Généralités sur les ostéichtyens, les chondrichtyens et les méduses
I.5.1. Particularités de l’examen clinique des poissons
I.5.2. Particularités de l’examen clinique des méduses
I.6. Généralités sur les macropodidés : exemple du wallaby de Bennet
I.6.1. Particularités de l’examen clinique des macropodes
Chapitre II : Dominantes pathologique de la faune sauvage en captivité
I.1. Dominantes pathologiques des oiseaux
I.1.1. Pathologies infectieuses (virales, bactériennes)
I.1.2. Maladies parasitaires et fongiques
I.1.3. Autres maladies (métaboliques, toxiques, tumorales, etc.)
I.2. Dominantes pathologiques des reptiles
I.2.1. Pathologies infectieuses (virales, bactériennes)
I.2.2. Pathologies parasitaires et fongiques
I.2.3. Autres pathologies (métaboliques, toxiques, tumorales, etc.)
I.3. Dominantes pathologiques des carnivores
I.3.1. Pathologies infectieuses (virales, bactériennes)
I.3.2. Pathologies parasitaires et fongiques
I.3.3. Autres pathologies (métaboliques, toxiques, tumorales, etc.)
I.3.4. Conclusion partielle
I.4. Dominantes pathologiques des artiodactyles
I.4.1. Pathologies infectieuses (virales, bactériennes)
I.4.2. Pathologies parasitaires et fongiques
I.4.3. Autres pathologies
I.4.4. Conclusion partielle
I.5. Dominantes pathologiques des macropodes
I.5.1. Pathologies infectieuses (virales, bactériennes)
I.5.2. Pathologies parasitaires et fongiques
I.5.3. Autres pathologies (métaboliques, toxiques, tumorales, comportementales, etc.)
I.5.4. Conclusion partielle
I.6. Dominantes pathologiques des poissons et méduses
I.6.1. Dominantes pathologiques des poissons
I.6.2. Dominantes pathologiques des méduses
I.6.3. Conclusion de la première partie
DEUXIEME PARTIE
Chapitre I : Matériels et Méthodes
I.1. Zone d’étude, période d’étude et structures ciblées
I.2. Matériel
I.2.1. Documentation archivée
I.2.2. Fiches d’enquête
I.2.3. Matériel de terrain
I.3. Méthodologie
I.3.1. Revue documentaire
I.3.2. Echantillonnage
I.3.3. Enquête de terrain
Chapitre II : Résultats et Discussion
II.1. Résultats
II.1.1. Les cas cliniques
II.1.2. Cas cliniques rétrospectifs
II.1.3. Classification
II.2. Discussion
II.2.1. La captivité
II.2.2. Biais
II.2.3. Problèmes rencontrés
CONCLUSION
REFERENCES BIBLIOGRAPHIQUES
ANNEXES
