GENERALITES SUR LE VIRUS NIPAH  

GENERALITES SUR LE VIRUS NIPAH  

Historique 

Le premier cas documenté d’infection par le virus Nipah a été identifié fin septembre 1998 en Malaisie dans le petit village d’Ampang (District de Kinta). Il fait suite à l’apparition soudaine et simultanée de quelques encéphalites létales parmi les fermiers et leurs familles, ainsi que des symptômes respiratoires et neurologiques largement répandus au sein du cheptel porcin du village [7]. Le virus se dissémine rapidement et atteint les villages d’Ulu Piah et Tambun eux-aussi proches de la ville d’Ipoh (région de Perak) où il sévit jusqu’en février 1999. Parallèlement à cette épidémie, deux autres clusters d’infection apparaissent autour de la ville de Sikamat (région de Negeri Sembilan) entre décembre 1998 et janvier 1999 et de la ville de Bukit Pelandok (région de Negeri Sembilan) entre décembre 1998 et avril 1999. Deux cas sont aussi identifiés pendant cette période dans la région de Selangor (Figure 1). Au début des épidémies, les autorités pensaient avoir affaire au virus de l’encéphalite japonaise, assez fréquent dans cette région. Néanmoins, seul un patient sur les 13 premiers cas était positif pour ce virus. Des études de microscopie électronique sur des échantillons de patients infectés permettent alors la mise en évidence de structures virales similaires à celles observées chez les paramyxovirus. C’est par immunohistochimie que les scientifiques malaisiens identifient ce virus comme apparenté au virus Hendra [8], découvert 4 ans plus tôt, en 1994, en Australie. Le virus n’est isolé qu’en mars 1999 à partir d’un échantillon de système nerveux central humain issu d’un patient décédé et doit son nom à celui du village d’où provenait le patient, Kampung Sungai Nipah [9]. Le séquençage du virus alors réalisé montre effectivement des similarités avec le virus Hendra, mais il s’agit néanmoins d’un virus tout à fait inconnu. Les virus Hendra et Nipah sont alors classés dans un nouveau genre, les Henipavirus, qui représentent un groupe de virus émergents à large spectre d’hôtes au sein de la famille des Paramyxoviridae. S’il a fallu attendre 1999 pour identifier le virus Nipah, son émergence a pu être rétrospectivement datée de 1996 à partir de tissus de porcs morts dans la région d’Ipoh. Il semblerait que l’ensemble des cas malaisiens soient originaires de cet endroit et que le virus se soit disséminé via le transport de porcs d’engraissement infectés. De plus, suite à une erreur initiale de diagnostic, les porcs avaient été vaccinés contre le virus de l’encéphalite japonaise ; la réutilisation des aiguilles et seringues lors de cette vaccination de masse est un des facteurs qui a contribué à la dissémination rapide du virus Nipah [10]. Parallèlement aux épidémies malaisiennes, une autre épidémie est identifiée entre le 9 et le 19 mars 1999 à Singapour parmi 11 employés d’abattoir ayant travaillé sur des porcs malaisiens infectés [11]. A partir du 20 mars 1999, les autorités malaisiennes décrètent l’arrêt des transports de porcs et leur abattage massif dans un rayon de 10 km autour de chaque ferme infectée [8]. Au moment des faits, la péninsule malaisienne comptait 2,4 millions de porcs répartis dans près de 1800 fermes. Au 21 juillet 1999, 1,1 millions de porcs avaient été abattus et 956 fermes entièrement détruites [9]. Malgré la contrebande liée à de mauvaises compensations pour les éleveurs [12], l’OMS déclare les épidémies malaisiennes et singapourienne terminées en mai 1999. Entre 1998 et 1999, les autorités malaisiennes ont recensé un total de 265 cas humains confirmés dont 105 décès [13] (Figure 2).

Les protéines structurales

Le génome du Virus Nipah est constitué d’un ARN non segmenté, simple brin, de polarité négative composé de 6 unités de transcription codant 6 protéines structurales majeures (cf. Figure 5). La protéine de nucléocapside N est longue de 532 acides aminés pour une masse moléculaire de 58 kDa. Lors de sa polymérisation, les protéines N s’organisent en une spirale de chevrons de 18 nm avec une période de 5 nm [25]. Cette spirale constitue le squelette protéique de la nucléocapside dans lequel l’ARN viral vient se loger pour limiter sa dégradation. La protéine N possède aussi des domaines d’interaction lui permettant d’interagir avec les phosphoprotéines (P) [26] et la polymérase (L) afin d’optimiser la protection, la réplication et la transcription du virus. La composition de cette protéine est peu semblable à celles des autres Paramyxoviridae (20 à 30% de similarité) mais il existe un domaine de 212 acides aminés (entre l’acide aminé 171 et l’acide aminé 383) relativement bien conservé correspondant à la zone d’interaction avec les protéines P et L. Chez la plupart des Paramyxoviridae, la protéine N comporte une séquence invariante d’une espèce à l’autre F-X4-Y-P-X3-S-Y-A-M-G [27]. On retrouve aussi cette séquence chez les Henipavirus mais la seconde tyrosine est remplacée par une phénylalanine [28]. La phosphoprotéine P est une protéine de 709 acides aminés pour une masse moléculaire théorique de 78 kDa. Elle joue un rôle important dans la stabilisation de la nucléocapside et peut interférer avec la réponse immunitaire innée quand elle se retrouve sous forme libre dans le cytoplasme [29]. Par comparaison avec les autres virus de la famille des Paramyxoviridae, la protéine P des Henipavirus est plus longue de 100 acides aminés [28].

PARTIE I. ETUDE BIBLIOGRAPHIQUE SUR LE VIRUS NIPAH  
I. GENERALITES SUR LE VIRUS NIPAH  
A. Historique
B. Classification et nomenclature
C. Caractéristiques structurales et moléculaires du virus Nipah
1. Morphologie
2. Organisation génomique et protéique
a. Les protéines structurales
b. Les protéines non-structurales
3. Le cycle de réplication virale
D. Pathogénie
1. Voies d’entrée et dissémination du virus
2. Cellules cibles et récepteurs d’entrée
II. EPIDEMIOLOGIE  
A. Espèces cibles
1. Les chauves-souris
2. Les porcs
3. Les hommes
4. Les animaux domestiques
5. Les modèles animaux expérimentaux
B. Aire de répartition géographique
C. Transmission à l’homme
1. Transmission aérosol
2. Transmission porcine
3. Transmission interhumaine
4. Contamination alimentaire
III. TABLEAU CLINIQUE  
A. Symptômes
1. Chez la chauve-souris frugivore (Pteropus sp)
2. Chez le porc
a. Porcelets avant sevrage (< 4 semaines)
b. Porcelets au sevrage (> 4 semaines) et à l’engraissement (< 6 mois)
c. Truies et verrats reproducteurs
3. Chez l’homme
4. Autres
B. Lésions
1. Macroscopiques
2. Microscopiques
IV. DIAGNOSTIC DE CERTITUDE EN LABORATOIRE  
A. Identification de l’agent pathogène
1. Isolement du virus et caractérisation
a. Echantillonnage et traitement des échantillons
b. Isolement en culture de cellules
c. Méthodes d’identification
2. . Test de séroneutralisation virale : différenciation entre virus Hendra et virus Nipah
a. Réduction du nombre de plages
b. Neutralisation par microtitrage
c. Coloration immunologique des plages
3. Méthodes de reconnaissance basée sur les acides nucléiques
4.Détection d’antigènes d’Henipavirus dans des tissus fixés pour immuno-histochimie
B. Epreuves sérologiques
1. Test de séroneutralisation du virus
2. Épreuves immuno-enzymatiques
V. PROPHYLAXIE  
A. Prophylaxie socio-environnementale
B. Prophylaxie sanitaire
C. Prophylaxie médicale
VI. CONTEXTE D’ETUDE 
A. Classification du virus au niveau 4 de biosécurité
B. Le travail en conditions P4
C. Homologie entre souches virales malaisienne et bangladaise
D. Les enjeux économiques liés aux épidémies de virus Nipah
E. Utilisation du virus Nipah comme agent de bioterrorisme
PARTIE II. ETUDE EXPERIMENTALE : VERS LA DETERMINATION D’UN NOUVEAU MODELE ANIMAL  
I. INTERETS ET LIMITES DES MODELES ANIMAUX EXISTANTS  
A. Les primates non-humains
1. Le singe vert africain (Chlorocebus aethiops)
2. Le saïmiri (Saimiri sciureus)
B. Le hamster doré (Mesocricetus auratus
II. LA SOURIS TRANSGENIQUE IFNAR KO  
III. MATERIEL ET METHODES   
A. Infection des souris
B. Histologie et immunohistochimie
C. PCR quantitative par transcription inverse
D. Test de séroneutralisation
IV. VALIDATION DU MODELE 
A. A l’échelle macroscopique
1. Etude des signes cliniques
2. Suivi de la mortalité
3. Examen nécropsique
B. A l’échelle microscopique
C. A l’échelle moléculaire
D. Test de séroneutralisation
V. DISCUSSION  
CONCLUSION 

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