Généralités sur Dioscorea esculenta

Les toxines sont des substances d’origine naturelle capables de troubler ou d’interrompre les fonctions vitales d’un organisme auquel elles ont été administrées volontairement ou accidentellement. Ces toxines peuvent provenir d’animaux, de végétaux ou d’organismes microbiens (RICHARD et coll., 1997). L’intoxication pourrait être due à la morsure ou à la piqûre d’animaux, ou encore à la consommation d’aliments ou d’organismes toxiques (CALNEK, 1997). La connaissance et l’exploitation des toxines remontent à des temps très anciens. L’homme, bien que conscient des dangers que représentent les substances toxiques, a toujours su tirer profit des propriétés des organismes toxiques. En effet, il les utilise pour la pêche, la chasse, la lutte contre les animaux nuisibles, pour rendre la justice, pour se soigner ou pour empoisonner son prochain.

Avec le développement de nombreuses disciplines scientifiques : la physique, la chimie, la physiologie, la pharmacologie, la médecine et la biochimie, la toxicologie, qui est la science des poisons, a connu un grand essor. La recherche sur les toxines a abouti à l’isolement de plusieurs molécules actives de nature chimique variée (alcaloïde, acide aminé, protéine, stéroïde, …) et possédant différentes propriétés biologiques (neurotoxique, cardiotonique, antibiotique, ichtyotoxique,…). Les toxines ainsi obtenues peuvent être utilisées comme outils dans la compréhension de processus biologiques ou dans la thérapeutique de certaines maladies. Ainsi, pour les toxines d’origine animale on peut citer (HABERMEHL, 1981) :
• la phosphodiestérase découverte dans le venin de serpent Naja naja ou Cobra (Elapidae) qui a été utilisée pour élucider la biosynthèse des acides nucléiques ;
• la toxine du venin de scorpion, un peptide de 61 acides aminés provoquant une douleur sévère qui aide à la connaissance des analgésiques ;

Les toxines peuvent aussi provenir de végétaux. A titre d’illustration, on peut citer :
• la colchicine, un alcaloïde des graines et des bulbes de Colchicum automnale (crocus d’automne), un antimitotique (cytostatique) qui est utilisé comme anticancereux (LESNE, 1982) ;
• la digitoxine de Digitalis purpurea (Scrofulariaceae), un stéroïde qui accroît la contractilité du muscle cardiaque et augmente l’efficacité cardiaque (MOORE et STAUB, 1975) ;
• l’abrine de Abrus precatorius (Papillionaceae) et la ricine de Ricinus communis (Euphorbiaceae) (CUATRECASAS, 1977) qui sont des protéines provoquant l’inhibition de la biosynthèse des protéines et dont le mécanisme d’action a permis de comprendre la régulation de cette biosynthèse.

Les végétaux constituent donc une source importante de toxines. C’est pour cela que le laboratoire de Biochimie Appliquée aux Sciences Médicales a orienté ses travaux vers l’isolement et la caractérisation de principes toxiques de plantes. Beaucoup de toxines ont été isolées dans ce laboratoire. A titre d’illustration, on peut citer :
• la cnestine, un acide aminé trouvé dans Cnestis glabra, Cnestis polyphylla (JEANNODA, 1986) et Rourea orientalis (RAKOTO-RANOROMALALA, 1984) de la famille de Connaraceae qui est une substance convulsivante ;
• l’eupholarine, un ichtyotoxique isolé de Euphorbia laro de la famille de Euphorbiaceae (RAHERINIAINA, 2004) ;
• l’arénicoline, un saponoside toxique isolé de Albizia arenicola (MimosoïdeaeFabaceae) qui a des propriétés bactéricides (RANDRIANARIVO, 2003).

De nombreuses plantes ont également donné lieu à des travaux approfondis :
• Rourea orientalis………………………….: Connaraceae (RAKOTO-RANOROMALALA, 1984)
• Cnestis glabra, Cnestis polyphylla…..: Connaraceae (JEANNODA, 1986)
• Croton mongue…………………………….: Euphorbiaceae (RALISON, 1987)
• Boletus affinis Peck……………………… : Boletaceae (RAZANAMPARANY, 1987)
• Tachiadenus longiflorus………………. : Gentianaceae (RAKOTO-RANOROMALALA, 1989)
• Albizia arenicola…………………………. : Mimosoïdeae-Fabaceae (RANDRIANARIVO, 1996)
• Pentatropis madagascariensis……… : Asclepiadaceae (HARINJATOVO, 2001)
• Henonia scoparia………………………. : Amaranthaceae (RAMAHAFALY, 2004)
• Albizia tulearensis………………………. : Mimosoïdeae-Fabaceae (RAONIHARISOA, 2003)
• Ocotea madagascariensis……………. : Lauraceae (RANDRIAMAHAVALISOA, 2003)
• Uapaca thouarsii……………………….. : Euphorbiaceae (RANDRIANANDRASANA, 2004)
• Physena madagascariensis………….. : Physenaceae (ANDRIANJAKANIRINA, 2004).

Généralités sur Dioscorea esculenta (Lour) (BURKILL, 1950) 

Dioscorea esculenta L. appartient à la famille des DIOSCOREACEAE (44ème famille) et comprend 600 espèces environ qui se trouvent dans des régions tropicales, subtropicales et (quelques-unes) tempérées. Dioscorea esculenta L. est une espèce introduite à Madagascar. Cultivée jadis par les indigènes des Comores et de la côte orientale de Madagascar, culture maintenant délaissée, cette plante n’existe plus dans ces îles qu’à l’état de pieds sporadiques et rares aux alentours de quelques villages indigènes ; son introduction est bien moins ancienne que celle de Dioscorea alata mais néanmoins plus ancienne que celle du manioc, de la patate douce et du maïs. Cette espèce a été citée en 1802 par CHAPPELER. A l’Est de Madagascar, elle se trouve autour des villages entre Vatomandry et Mananjary ; elle vit aussi aux Comores et à Mayotte. Très répandue et très cultivée depuis l’antiquité, de l’Inde aux îles situées à l’Est de la Nouvelle Guinée, Dioscorea esculenta L. a été introduite ensuite en Malaisie Occidentale, puis au cours du XVIème siècle sur les Côtes de l’Atlantique par les Portugais. Elle est aujourd’hui plus ou moins cultivée dans presque toutes les régions tropicales ou subtropicales ; mais plus rarement (jamais de façon extensive) en Afrique et en Amérique. Le nom vernaculaire «MAVONDRO » (tankarana, betsimisaraka, taifasy et tanosy) qui signifie rassemblement en groupe est celui des Dioscorea qui ont tendance à former des peuplements, dont Dioscorea esculenta (Lour) Burkill.

Description botanique

Description du genre Dioscorea (BURKILL, 1950)

Le genre Dioscorea est représenté à Madagascar par 33 espèces dont 27 endémiques et 6 introduites, anciennement cultivées, mais actuellement plus ou moins naturalisées. La plupart des tubercules de Dioscorea sont protégés par des racines singulières, à épines qui disparaissent chez certaines races cultivées. Les feuilles sont alternes et entières. Les fleurs mâles sont solitaires, sessiles ou presque sessiles, en épis ascendants et assez rigides. Les fleurs femelles sont en épis récurvés. Les graines sont entourées d’une aile circulaire.

Description de Dioscorea esculenta (BURKILL, 1950) 

La corme est proche de la surface du sol, émettant selon les espèces 5 à 40 tubercules qui sont recouverts par des racines et des radicelles transformées en aiguillons, formant ainsi un appareil de défense et de protection. La tige est épineuse à la base et porte plus haut des aiguillons espacés. Les feuilles adultes sont alternes. Le limbe peut être aussi large que long (10x10cm) ou plus large que long (10x17cm), largement en forme de cœur à la base et longuement (1cm environ) acuminé au sommet. Il possède 9 à 15 nervures dont les externes sont bifurquées dans les auricules. Les fleurs sont isolées, subsessiles ou très courtement pédicellées, espacées de 2 à 6mm. La plante femelle fleurit souvent et fructifie rarement. Les graines sont entourées d’une aile circulaire.

Utilisations des ignames 

Utilisations alimentaires des ignames 

Les ignames tiennent une place importante dans l’alimentation dans certaines régions de Madagascar surtout en milieu rural. Elles sont utilisées comme aliment de substitution pendant la période de soudure. En effet, Dioscorea sansibarensis est utilisé dans l’alimentation humaine pendant la période de soudure dans la région de Port-Bergé, province de Mahajanga (RAZAFIMAHEFA, 1994) ; les tubercules de Dioscorea fandra, une espèce endémique de Madagascar sont consommés crus, grillés ou cuits pendant la période de soudure à Toliara (RATSILEFITRA, 1999). En milieu urbain, les ignames servent traditionnellement d’aliment de complément. Les tubercules sont soit consommés à l’état frais comme Dioscorea sosa, Dioscorea bemandry et Dioscorea fandra, soit consommés en morceaux ou en tranches après une simple cuisson (RANDRIAMAMPIANINA, 2003).

Utilisations thérapeutiques des ignames

Différentes espèces de Dioscorea sont traditionnellement utilisées à des fins thérapeutiques.

Etudes approfondies sur les alcaloïdes de Dioscorea (COURSEY, 1967 ; NEUWINGER, 1996) 

La plupart des espèces de Dioscorea africaines contiennent des alcaloïdes. Les alcaloïdes se trouvent en grande quantité dans les espèces : Dioscorea dregeana, Dioscorea dumetorum et Dioscorea hispida. Par contre, ils se présentent en petite quantité dans d’autres espèces telles que Dioscorea histuda, Dioscorea aculeata et Dioscorea alata.

Etude chimique 

La méthode d’extraction hydroalcolique est utilisée pour extraire les alcaloïdes totaux de tubercules de Dioscorea. Les tubercules entiers pesant 500g sont laissés macérer dans 1litre d’éthanol à 40% à la température de la salle (27°C) pendant 3 jours. Pour Dioscorea dumetorum le rendement en alcaloïdes totaux est évalué à 6,2%. Les alcaloïdes extraits de tubercules de Dioscorea, dont notamment Dioscorea hispida et Dioscorea dumetorum, sont essentiellement de la dioscorine, de formule chimique C13H19O2N (Asie) de structure chimique .

La dioscorine est obtenue à l’état de cristaux de couleur jaune. Elle est soluble dans l’eau, l’alcool et le chloroforme. Un autre type d’alcaloïde qui n’a pas été obtenu à l’état cristaux a été découvert dans les tubercules de Dioscorea dumetorum. Il s’agit de la dihydrodioscorine de formule chimique C13H21O2N.

Etude biologique 

La dioscorine et la dihydrodioscorine administrées par voie intrapéritonéale à la dose de 150 à 200mg/kg provoquent des convulsions chez le rat et la souris. Au début, les convulsions sont cloniques puis elles deviennent toniques ; la mort survient après un spasme. A ces mêmes doses, ces alcaloïdes administrés par voie intraveineuse peuvent aussi affecter la respiration chez le rat et la souris. A la dose de 2mg/kg de souris, ils n’ont pas d’effet sur le cœur isolé de rat mais réduisent la réponse cardiaque à l’action de l’acétylcholine. L’abaissement de la pression sanguine provoqué par l’acétylcholine est réduit par l’action de ces alcaloïdes, tandis que l’augmentation de la pression sanguine induite par l’adrénaline est potentialisée. Ils provoquent aussi la mydriase, stimulent la contraction du muscle lisse intestinal du chat et du singe à la dose de 200mg/kg.

La toxicité de la dihydrodioscorine est plus faible que celle de la dioscorine. Chez la souris, la DL50 (24h) de la dioscorine extraite de la racine de tubercules de Dioscorea dumetorum, administrée par voie intrapéritonéale, est de 60mg/kg de souris. Elle est de 100mg/kg pour la dihydrodioscorine. Les DL100 pour les 2 alcaloïdes par voie intrapéritonéale sont respectivement 110mg/kg et 160mg/kg pour la souris.

Table des matières

INTRODUCTION GENERALE
GENERALITES SUR LES IGNAMES
1. Généralités sur Dioscorea esculenta
2. Description botanique
2.1. Description du genre Dioscorea
2.2. Description de Dioscorea esculenta
3. Utilisations des ignames
3.1. Utilisations alimentaires des ignames
3.2. Utilisations thérapeutiques des ignames
3.3. Utilisations des ignames toxiques
4. Etudes approfondies sur les alcaloïdes de Dioscorea
4.1. Etude chimique
4.2. Etude biologique
ETUDE CHIMIQUE
1. INTRODUCTION
2. MATERIELS ET METHODES
2.1. MATERIELS
2.1.1.MATERIEL VEGETAL
2.1.1.1. Classification
2.1.1.2. Répartition géographique
2.1.1.3. Date et lieu de récolte
2.1.2. PRODUITS CHIMIQUES
2.2. METHODES
2.2.1. PREPARATION DU MATERIEL VEGETAL
2.2.2. METHODE D’EXTRACTION
2.2.2.1. Méthodes d’extraction à froid
2.2.2.1.1. Extraction en milieu alcalin
2.2.2.1.1.1. Principe
2.2.2.1.1.2. Mode opératoire
2.2.2.1.2. Extraction en milieu acide
2.2.2.1.2.1. Principe
2.2.2.1.2.2. Mode opératoire
2.2.2.2. Méthodes d’extraction à chaud
2.2.2.2.1. Extraction méthanolique à reflux
2.2.2.2.1.1. Principe
2.2.2.2.1.2. Mode opératoire
2.2.2.2.2. Extraction méthanolique au soxhlet
2.2.2.2.2.1. Principe
2.2.2.2.2.2. Mode opératoire
2.2.3. METHODES DE PURIFICATION
2.2.3.1. Traitement par le mélange acétone/diéthyléther
2.2.3.1.1. Principe
2.2.3.1.2. Mode opératoire
2.2.3.2. Fractionnement par le chloroforme
2.2.3.2.1. Principe
2.2.3.2.2. Mode opératoire
2.2.3.2.2.1. Alcalinisation
2.2.3.2.2.2. Décantation
2.2.3.3. Traitement pat l’acétate d’éthyle
2.2.3.3.1. Principe
2.2.3.3.2. Mode opératoire
2.2.4. METHODE DE CONCENTRATION
2.2.5. METHODE DE DETERMINATION DE LA TENEUR EN MATIERE SECHE
2.2.6.METHODE DE CALCUL DE RENDEMENT
2.2.7. METHODES ANALYTIQUES
2.2.7.1. Réactions de détection des alcaloïdes
2.2.7.1.1. Test préliminaire
2.2.7.1.2. Test de confirmation
2.2.7.1.3. Test de détection des alcaloïdes dans les extraits
2.2.7.2. Chromatographie sur couche mince
2.2.7.2.1. Principe
2.2.7.2.2. Mode opératoire
2.2.7.2.2.1. Préparation de la plaque
2.2.7.2.2.2. Dépôt des échantillons
2.2.7.2.2.3. Développement du chromatogramme
2.2.7.2.2.4. Révélation du chromatogramme
3. RESULTATS
3.1. TENEUR EN MATIERE SECHE
3.2. PREPARATION DE L’EXTRAIT BRUT
3.3. PURIFICATION
3.3.1. PRECIPITATION PAR LE MELANGE ACETONE/DIETHYLETHER
3.3.2. FRACTIONNEMENT PAR LE CHLOROFORME
3.3.3. TRAITEMENT PAR L’ACETATE D’ETHYLE
3.4. RENDEMENT
3.5. ETUDE DE L’HOMOGENEITE DES DIFFERENTS EXTRAITS
3.6. NATURE CHIMIQUE ET PROPRIETES PHYSICO-CHIMIQUES
4. DISCUSSION ET CONCLUSION
ETUDE BIOLOGIQUE
1. INTRODUCTION
2. MATERIELS ET METHODES
2.1. MATERIELS
2.1.1. LES ANIMAUX D’EXPERIMENTATION
2.1.1.1. Les souris
2.1.1.2. Le sang de mouton
2.1.1.3. Les larves de moustique
2.1.1.4. Les têtards de grenouille
2.1.1.5. Les poissons
2.1.2. LES PLANTES D’EXPERIMENTATION
2.1.3. LES MICRO-ORGANISMES UTILISES
2.1.4. LES MILIEUX DE CULTURE
2.1.4. 1. Les milieux d’enrichissement
2.1.4.1.1. Le bouillon nutritif
2.1.4.1.2. La gélose nutritive
2.1.4.2. Les milieux d’isolement et de purification des germes
2.1.4.2.1. Le milieu Salmonella-Shigella (SS)
2.1.4.2.2. Le milieu Hektoen
2.1.4.2.3. Le milieu « Brillant Green Agar » (BGA) ou vert brillant
2.1.4.2.4. Le milieu « Eosine Methylene Blue » (EMB)
2.1.4.2.5. La gélose au sang
2.1.4.3. Les milieux de détermination des caractères biochimiques des bactéries
2.1.4.3.1. Le milieu citrate de SIMMONS
2.1.4.3.2. Le milieu HAJNA-KLIGLER : lactose-glucose-H2S
2.1.4.3.3. Le milieu mannitol-mobilité
2.1.4.3.4. Le milieu urée-indole
2.1.4.3.5. La lysine décarboxylase (LDC), l’ornithine décarboxylase (ODC) et l’arginine dihydrolase (ADH)
2.1.4.3.6. Les disques
2.1.4.3.6.1. Les disques à ortho-nitro-phényl β D-galactopyranoside (ONPG)
2.1.4.3.6.2. Les disques pour le test de l’oxydase
2.1.4.4. Le milieu d’étude d’activité antibactérienne
2.2. METHODES
2.2.1. METHODES D’ETUDE DES EFFETS SUR LES ANIMAUX A SANG CHAUD
2.2.1.1. Tests sur souris
2.2.1.1.1. Estimation de la toxicité
2.2.1.1.2.2.Examen histopathologique
2.2.1.1.2.2.Prélèvement et fixation des organes
2.2.1.1.2.1. Inclusion
2.2.1.1.2.2. Microtomie, circulation et étalement des coupes
2.2.1.1.2.3. Coloration et observation des coupes
2.2.1.2. Tests sur les hématies demouton
2.2.1.2.1. Principe
2.2.1.2.2. Mode opératoire
2.2.1.2.2.1. Prélèvement et préparation des hématies
2.2.1.2.2.2. Test hémolytique
2.2.2. METHODES D’ETUDE DES EFFETS SUR LES ANIMAUX A SANG FROID
2.2.2.1. Mode opératoire
2.2.2.2. Détermination de la CL50 (24h)
2.2.3. METHODE D’ETUDE DES EFFETS SUR LES VEGETAUX
2.2.3.1. Etude des effets sur le pouvoir germinatif des graines
2.2.3.2. Etude de la croissance de jeunes plantules
2.2.3.3. Etude de la croissance des bourgeons axillaires
2.2.4. METHODES D’ETUDE DES EFFETS SUR LES MICRO-ORGANISMES
2.2.4.1. Préparation des souches
2.2.4.1.1. Prélèvement des germes
2.2.4.1.2. Observation à l’état frais
2.2.4.1.3. Enrichissement des germes
2.2.4.1.4. Isolement et purification
2.2.4.1.5. Réactivation des souches
2.2.4.2. Identification et caractérisation des souches
2.2.4.2.1. Méthode de coloration de GRAM
2.2.4.2.2. Détermination des caractères biochimiques
2.2.4.2.2.1. Culture sur le milieu citrate de SIMMONS
2.2.4.2.2.2. Culture sur le milieu HAJNA-KLIGLER : lactose-glucose H2S
2.2.4.2.2.3. Culture sur le mannitol-mobilité
2.2.4.2.2.4. Culture sur le milieu urée-indole
2.2.4.2.2.5. Culture sur milieux LDC, ODC et ADH
2.2.4.2.2.6. Test à l’ONPG
2.2.4.2.2.7. Test de l’oxydase
2.2.4.3. Méthodes de détermination des effets sur les bactéries
2.2.4.3.1. Méthodes en milieu liquide
2.2.4.3.1.1. Principe…
2.2.4.3.1.2. Mode opératoire
2.2.4.3.2. Méthode en milieu solide
2.2.4.3.2.1. Principe
2.2.4.3.2.2. Mode opératoire
2.2.4.3.2.2.1. Préparation de l’inoculum et ensemencement
2.2.4.3.2.2.2. Dépôt d’extrait
3. RESULTATS
3.1. EFFETS SUR LES ANIMAUX
3.1.1. EFFETS SUR LES ANIMAUX A SANG CHAUD
3.1.1.1 Effets sur les souris
3.1.1.1.1. Influence des différentes voies d’administration
3.1.1.1.2. Description des symptômes
3.1.1.1.3. Examen histopathologique
3.1.1.2. Effets sur les hématies de mouton
3.1.2. EFFETS SUR LES ANIMAUX A SANG FROID
3.1.2.1. Effets sur les larves de moustique
3.1.2.2. Effets sur les têtards de grenouille
3.1.2.3. Effets sur les poissons
3.2. EFFETS DE L’EXTRAIT SUR LES VEGETAUX
3.2.1. EFFETS SUR LE POUVOIR GERMINATIF DES GRAINES
3.2.2. EFFETS SUR LA CROISSANCE DE JEUNES PLANTULES
3.2.3. EFFETS SUR LA CROISSANCE DES BOURGEONS AXILLAIRES
3.3. EFFETS SUR LES MICRO-ORGANISMES
3.3.1. ISOLEMENT ET IDENTIFICATION DES GERMES
3.3.2. SPECTRE D’ACTIVITE MICROBIENNE
3.3.2.1. Activité en milieu liquide
3.3.2.2. Activité en milieu solide
4. DISCUSSION ET CONCLUSION
CONCLUSION GENERALE

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