Fonctions de la protéine Tau dendritique et nucléaire

 Fonctions de la protéine Tau dendritique et nucléaire

La protéine Tau
Historique

La protéine Tau a été isolée et décrite par Weingarten et ses collaborateurs en 1975, alors qu’ils la décrivaient comme une protéine résistante à la chaleur qui facilitait la polymérisation des microtubules (Weingarten et al., 1975). Cette découverte a pu avoir lieu grâce au développement des procédés de polymérisation de la tubuline in vitro. Cette protéine était alors appelée facteur Tau pour sa capacité à induire la formation de microtubules. Elle a été classée dans la famille des MAPs (microtubule-associated protein) et on doit attendre en 1985 avant de découvrir qu’elle est une composante des enchevêtrements neurofibrillaires (neurofibrillary tangles, NFTs) retrouvés dans la maladie d’Alzheimer (Cleveland et al., 1977; Brion et al., 1985).

Structure et expression

La protéine Tau humaine est encodée par le gène MAPT (microtubule-associated protein Tau) situé sur le chromosome 17q21. Ce gène comporte 16 exons : les exons 1, 4, 5, 7, 9, 11, 12 et 13 sont constitutifs, alors que les exons 2, 3 et 10 peuvent être épissés alternativement dans le cerveau humain, menant à l’existence de six isoformes (Neve et al., 1986). La nature de ces isoformes dépend du nombre d’inserts amino-terminal (N-terminal) encodés par les exons 2 et 3 et par leur nombre de domaines de répétition carboxy-terminal (C-terminal). Les isoformes contenant 0, 1 ou 2 inserts de 29 résidus N-terminal sont nommés respectivement 0N, 1N ou 2N, et ceux contenant 3 ou 4 domaines de répétition Cterminal sont nommés 3R ou 4R. Le deuxième domaine de répétition R2 se retrouvant au niveau de l’exon 10, l’exclusion de cet exon mène à la formation de l’isoforme 3R (Lee et al., 1988) .
MAPT, le gène codant pour la protéine Tau humaine, contient 16 exons. Les exons 1 (E1), E4, E5, E7, E9, E11, E12 et E13 sont constitutifs, tandis que les autres, soit E2, E3 et E10, sont sujets à l’épissage alternatif. E0 et E1 codent les séquences non traduites en 5’ (5’untranslated region, 5’-UTR) de l’ARNm de MAPT, tandis que E14 fait partie de la région non traduite en 3’ (3’-untranslated region, 3’-UTR). E0 fait partie du promoteur, lequel est transcrit mais non traduit. Le codon d’initiation de la traduction ATG est situé dans E1. E4a, E6 et E8 sont transcrits seulement dans les tissus périphériques. Les six isoformes de la protéine Tau du cerveau humain sont générés par l’épissage alternatif de E2, E3 et E10 (Andreadis, 2006). Ces isoformes de Tau diffèrent selon la présence de 0, 1 ou 2 inserts près de la partie amino-terminale (0N, 1N et 2N, respectivement) et la présence de la répétition R2, menant à des espèces de Tau ayant 3 ou 4 domaines de répétition carboxyterminal (3R et 4R, respectivement). L’expression de la protéine Tau humaine est régulée dans le développement : dans le cerveau adulte, six isoformes de Tau sont exprimés, tandis que dans le cerveau fœtal, seulement la plus courte Tau est exprimée. Dans le cerveau adulte humain, les niveaux des formes 3R et 4R sont approximativement égaux et l’isoforme 2N est sous-représenté comparé aux autres : les isoformes de Tau 0N, 1N et 2N constituent respectivement ~37%, ~54% et ~9% de la proportion de Tau totale (Goedert and Jakes, 1990). L’expression de Tau dans le cerveau humain montre des variations régionales considérables. L’ARNm et les niveaux protéiques de Tau dans le néocortex sont deux fois plus élevés que ceux dans la matière blanche et le cervelet (Trabzuni et al., 2012). L’épissage de MAPT montre aussi des différences régionales : par exemple, le niveau de Tau 0N3R est plus bas dans le cervelet que dans les autres régions (Boutajangout et al., 2004; Trabzuni et al., 2012). Cette variation de l’expression de Tau pourrait contribuer à la vulnérabilité différentielle des régions du cerveau à la pathologie Tau (Wang and Mandelkow, 2016).
La forme 4R possède une plus grande affinité pour les microtubules que la forme 3R en raison de son domaine de répétition supplémentaire R2, ce qui la rend plus efficace à promouvoir l’assemblage des microtubules (Goedert and Jakes, 1990). Certaines Tauopathies ont été associées à un dysfonctionnement de l’épissage alternatif au niveau de l’exon 10, permettant ou non la présence de 3 ou de 4 domaines de liaison aux microtubules. Les Tauopathies peuvent donc être classées en trois groupes selon le type d’isoformes retrouvés au niveau des agrégats : les Tauopathies 3R, les Tauopathies 4R et les Tauopathies 3R et 4R (Dickson et al., 2011).
Des études ont démontré que l’inclusion d’un insert promeut l’agrégation de la protéine Tau, tandis que l’inclusion du deuxième insert permet de retarder son agrégation (Zhong et al., 2012). Les deux inserts de la partie N-terminale font partie du domaine de projection de la protéine Tau, qui pourrait avoir un rôle dans l’espacement ou l’attachement des microtubules avec d’autres composantes de la cellule (Chen et al., 1992; Frappier et al., 1994). De plus, puisque les formes 0N, 1N et 2N ont des distributions cellulaires distinctes, ces deux inserts pourraient potentiellement avoir un rôle dans la localisation cellulaire de Tau dans les neurones (Liu and Gotz, 2013). Toutefois, la fonction exacte de ces inserts demeure incertaine.

Localisation

Dans le cerveau, la protéine Tau est principalement retrouvée dans les neurones, mais elle est aussi présente dans la glie, principalement en conditions pathologiques (Chin and Goldman, 1996) et à l’extérieur des cellules (LoPresti et al., 1995). La distribution de Tau dans différents compartiments est régulée lors du développement (Drubin et al., 1984). Cette protéine est aussi distribuée dans les neurites et le corps cellulaire des neurones immatures. Lors de la croissance des axones et de la polarisation des neurones, elle devient enrichie dans les axones et retrouvée en infime quantité dans les dendrites et le noyau (Papasozomenos and Binder, 1987; Sultan et al., 2011). L’ARNm de Tau est distribué plutôt vers les axones proximaux par un signal de localisation axonale situé dans le 3’-UTR (Litman et al., 1993; Aronov et al., 2001). Cet ARNm est préférentiellement traduit dans les axones (Morita and Sobue, 2009) et plusieurs facteurs peuvent contribuer à la localisation axonale de Tau. Parmi ces facteurs, on retrouve une plus forte affinité de Tau pour les microtubules dans les axones que ceux dans les dendrites, une demi-vie de Tau plus courte dans le compartiment somatodendritique que dans les axones (Hirokawa et al., 1996), un transport axonal de Tau rapide après sa synthèse dans le corps cellulaire (Kosik et al., 1989a) et une barrière axonale empêchant le transport rétrograde de Tau vers les dendrites (Li et al., 2011). De plus, dans les neurones, en plus de s’associer aux microtubules, Tau peut aussi s’associer à la membrane plasmique dans une interaction qui peut être modulée par sa phosphorylation (Brandt et al., 1995; Arrasate et al., 2000; Avila et al., 2002).

Table des matières

Résumé
Abstract
Liste des tableaux
Liste des figures
Liste des abréviations
Remerciements
Avant-propos
Chapitre 1 : Introduction
1. La protéine Tau
1.1 Historique
1.2 Structure et expression
1.3 Localisation
1.4 Fonctions
1.4.1 Fonctions de la protéine Tau axonale
1.4.2 Fonctions de la protéine Tau dendritique et nucléaire
1.4.3 Autres fonctions de Tau
1.5 Modifications post-traductionnelles
1.5.1 La phosphorylation
1.5.2 Autres modifications post-traductionnelles
1.6 Tauopathies
1.6.1 Étiologie
1.6.2 Agrégation de la protéine Tau
1.7 La maladie d’Alzheimer
1.7.1 Historique
1.7.2 Description
1.7.3 Symptômes
1.7.4 Diagnostic
1.7.5 L’amyloïde-β
1.7.6 La protéine Tau dans la maladie d’Alzheimer
1.8 La maladie de Huntington
1.8.1 Description
1.8.2 Symptômes
1.8.3 Diagnostic
1.8.4 La protéine huntingtine
1.8.5 La protéine Tau dans la maladie de Huntington
2. Les méthodes de fixation
2.1 Fonctions
2.2 Types de fixation
2.2.1 Fixation physique
2.2.2 Fixation chimique
2.3 Mécanismes moléculaires
2.3.1 Cross-linking
2.3.2 Dénaturation
2.4 Fixateurs utilisés en laboratoire
2.2.1 Les aldéhydes
2.2.2 Les solvants organiques
2.3.3 Autres fixateurs
Hypothèses et objectifs
1. Hypothèses
2. Objectif général
2.1 Premier objectif
2.2 Deuxième objectif
Chapitre 2 : Comparaison de différentes méthodes de préparation pour l’étude de la protéine Tau par immunohistochimie
Comparison of various preparation methods for the study of tau protein phosphorylation by immunohistochemistry in paraffin-embedded sections
1. Résumé
2. Abstract
3. Introduction
4. Material and Methods
4.1 Animals
4.2 Fixation
4.3 Immunohistochemistry
4.4 Immunofluorescence
5. Results
5.1 Fixation with Bouin at 4°C is more effective to visualize tau in WT mice
5.2 Bouin at 4°C allows better preservation of tau phosphorylation
5.3 Perfusion affects tau phosphorylation
6. Discussion
7. Acknowledgment
8. Competing interests
9. Author Contributions
Chapitre 3 : Étude de la phosphorylation et de l’épissage alternatif de la protéine Tau humaine dans la maladie de Huntington
1. Résumé
2. Introduction
3. Matériel et méthodes
3.1 Échantillons humains
3.2 Extraction protéique (fractions soluble et acide formique)
3.3 Extraction protéique (fraction Sarkosyl)
3.4 Immunobuvardage
3.5 Dot blot
3.6 Détermination de la variation d’épissage de l’exon 10 de la protéine Tau
3.7 Statistiques
4. Résultats
4.1 L’hyperphosphorylation de Tau survient dans les stades avancés de la MH
4.2 Épissage alternatif aberrant de l’exon 10 de la protéine Tau dans la MH
5. Discussion
5. Matériel supplémentaire
Chapitre 4 : Discussion et perspectives
1. Retour sur les résultats et limites des études
1.1 Comparaison de différentes méthodes de préparation pour l’étude de la protéine Tau par immunohistochimie
1.2 Étude de la phosphorylation et de l’épissage alternatif de la protéine Tau dans la maladie de Huntington
2. Perspectives
Conclusion
Bibliographie

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