Soutenance mémoire
FONCTIONNEMENT DES STOMATES ET PHOTOSYNTHESE
Ouverture et fermeture des stomates en réponse à la lumière
L’ouverture et la fermeture des stomates sont dépendantes de la turgescence des cellules de garde. Lorsque la pression de turgescence de ces cellules est forte, les stomates sont ouverts ; lorsqu’elle est faible, les stomates sont fermés. Ainsi, les mouvements des cellules de garde sont liés à des ajustements osmotiques. Les stomates se ferment en réponse à la lumière, dans la gamme de longueurs d’ondes du visible (400 – 900 nm). Cependant, la réponse à la lumière bleue est plus importante que celle à la lumière rouge (Taiz et Zeiger, 2002). Cela suggère la coexistence d’au moins deux photorécepteurs. En réponse à la lumière rouge, il a été montré que l’ouverture des stomates était due à (i) la synthèse de saccharose dans les cellules de garde, et (ii) à son importation depuis l’apoplaste (Vavasseur et Raghavendra, 2005).
Cette réponse est inhibée par le DCMU – un inhibiteur du flux électronique – suggérant qu’elle est dépendante du transport d’électron dans les membranes des thylakoïdes et ainsi du taux de photosynthèse (Vavasseur et Raghavendra, 2005). Shimazaki et al. (2007) ont alors suggéré que l’ouverture des stomates en réponse à la lumière rouge résultait en partie de la diminution de concentration en CO2 dans le mésophylle (voir A-1-4), du à une photosynthèse accrue. La réponse des stomates à la lumière bleue repose sur l’activation de pompes à proton membranaires qui expulsent des protons hors des cellules de garde (Schroeder et al., 2001). Un gradient électrochimique s’installe entre l’apoplaste et le cytoplasme. Il permet aux ions K+ d’entrer dans le cytoplasme des cellules de garde grâce à des canaux spécifiques (« inwardrectifying channels »). De plus, dans les cellules de garde, de l’amidon est hydrolysé en sucres solubles et des ions malate sont synthétisés. Un transport couplé H+/Cl- entrant se met également en place.
Tous ces mécanismes contribuent à diminuer le potentiel osmotique de la cellule de garde et ainsi à ouvrir les stomates. Les principaux osmotica participant à l’ouverture des stomates sont donc les ions K+ et les sucres solubles (provenant de l’hydrolyse d’amidon, synthétisés dans les chloroplastes ou importés de l’apoplaste). De nombreux auteurs ont observé que les deux mécanismes coexistaient en conditions de croissance normale, mais à des moments différents de la journée (Taiz et Zeiger, 2002 ; Zeiger et al., 2002 ; Roelfsema et Hedrich, 2005). En début de matinée, un influx de potassium dans le cytoplasme des cellules de garde est responsable de l’ouverture des stomates. En fin de matinée et début d’après-midi, une augmentation de concentration en sucres solubles dans le cytoplasme prend le relais et maintient la turgescence des cellules de garde. Ces résultats correspondent à une réponse à la lumière bleue en début de matinée puis à la lumière rouge en fin de matinée et dans l’après midi. Ceci est en accord avec l’évolution du spectre de la lumière incidente au cours de la journée. En situations de croissance normale, les stomates se ferment dans la seconde partie de l’après midi. La baisse d’activation des pompes à proton membranaires entraîne une dépolarisation de la membrane qui activerait des canaux à K+ (« outward-rectifying channels ») expulsant ces ions hors de la cellule (Vavasseur et Raghavendra, 2005). La diminution de concentration en sucres solubles participerait aussi à la baisse de turgescence des cellules de garde.
Rôle de l’ABA et du peroxyde d’hydrogène
L’acide abscissique (ABA) est une phytohormone qui provoque la fermeture des stomates, en particulier en conditions hydriques limitantes. De ce fait, elle est ainsi souvent qualifiée d’antitranspirante. Son rôle dans la fermeture des stomates n’est plus à remettre en doute. Il a été montré que l’information sur le statut hydrique de la plante est porté par la concentration en ABA apoplastique (Zhang et Outlaw, 2001). Quelques études tendent maintenant à localiser les récepteurs à l’ABA sur la face externe du plasmalemme des cellules de garde. Il est aussi largement admis que l’action de l’ABA passe principalement par une augmentation de la concentration en Ca2+ du cytoplasme, due à l’activation de canaux à Ca2+ non-sélectifs. Des ions Ca2+ seraient aussi relâchés par la vacuole des cellules de garde. Ce mécanisme a néanmoins été moins étudié.
C’est cette forte concentration en Ca2+ qui est à l’origine d’une cascade d’activations et d’inhibitions (voir figure 2 et Schroeder et al., 2001) conduisant à la fermeture des stomates. L’augmentation de la concentration cytoplasmique en Ca2+ entraîne l’inhibition des pompes à proton et des canaux à K+ entrant, limitant ainsi l’apport en solutés osmotiquement actifs dans la cellule. En parallèle, deux types de canaux à anions sont activés et expulsent les anions (en particulier Cl- et malate2-) hors de la cellule : des canaux S, avec une activité continue, et des canaux R, à activité rapide mais plus périodique. Cette sortie massive d’anions entraîne une dépolarisation de la membrane cellulaire qui contribue à l’activation de canaux pH-dépendant expulsant les K+ hors de la cellule (« outward-rectifying channels »). L’augmentation de concentration en ABA se traduit aussi par un accroissement du pH du cytosol, qui est nécessaire à l’activation de ces canaux expulsant les K+ (Schroeder et al., 2001). Parallèlement, la dépolarisation de la membrane renforce l’inactivation des canaux à K+ entrant. La pression de turgescence des cellules de garde diminue alors.
Caractéristique de la réponse des stomates : une fermeture hétérogène Depuis les travaux de Terashima (en particulier Terashima, 1992), il est acquis que tous les stomates d’une feuille ne s’ouvrent et ne se ferment pas en même temps, ni avec la même intensité. La feuille est alors considérée comme un ensemble de groupements de stomates, ces groupement, ou « patches », étant en général délimités par les veines foliaires. Le comportement des stomates au niveau d’un même « patch » est uniforme, mais différent du « patch » voisin (Terashima, 1992 ; Mott et Buckley, 2000). Cette distribution en « patches » peut varier très rapidement, tout au moins chez certaines espèces (Mott, 1995). Cette hétérogénéité de fermeture des stomates peut résulter de l’effet de différents stimuli (y compris lumineux) et n’est pas liée à une différence de sensibilité à l’acide abscissique (ABA) entre « patches » (Mott et Buckley, 2000).
L’hétérogénéité de fermeture des stomates peut entraîner une hétérogénéité d’assimilation de CO2 au sein de la feuille. L’hétérogénéité d’apport en CO2 pourrait être compensée par les transferts latéraux de CO2. Cependant, Morison et al. (2005) ont montré que la diffusion latérale au sein d’une feuille était faible et n’était plus efficace au-delà de 0.3 mm. Chez les espèces hétérobariques, des gaines périfasciculaires renforcées délimitent des compartiments au sein de la feuille et empêchent les transferts diffusifs latéraux. Dans ce cas il ne peut plus y avoir transfert compensatoire des compartiments où l’apport en CO2 est fort vers ceux où l’apport est faible. Des hétérogénéités d’assimilation de CO2 sont ainsi fréquemment observées chez les espèces présentant un degré d’hétérobaricité élevé (Terashima, 1992 ; Lawson et Morison, 2006). En conditions de stress hydrique, il est couramment admis que l’hétérogénéité d’assimilation de CO2 est due à l’hétérogénéité d’ouverture des stomates (Meyer et Genty, 1999).
L’hétérogénéité d’ouverture des stomates a pour conséquence une réduction apparente de Anet pour une valeur donnée de Ci (Buckley et al., 1997), ou une surestimation de Ci (Terashima, 1992 ; Grassi et Magnani, 2005). Les conséquences de ce biais et les manières de s’en affranchir seront présentées au paragraphe B-1-2. Cependant, Buckley et al. (1997) ont montré, dans une étude théorique, que l’importance du biais introduit dépendait de la distribution et du degré d’ouverture des stomates. En effet, en modélisant de nombreuses distributions d’ouverture, les auteurs ont montré que beaucoup n’avaient aucun effet sur la mesure de Anet pour un Ci donné, tandis que d’autres avaient un effet très fort. C’est le cas : (i) des distributions bimodales, (ii) des distributions asymétriques avec une pente plus forte dans les fortes conductances, (iii) des distributions restreintes à de faibles gammes d’ouverture, et (iv) des distributions explorant une large gamme d’ouverture. Lors d’un stress hydrique imposé progressivement, il semblerait que l’hétérogénéité d’ouverture des stomates soit négligeable (Gimenez et al., 1992 ; Gunasekera et Berkowitz, 1992a). De nombreux auteurs font ainsi l’hypothèse qu’elle est inexistante dans leur dispositif expérimental (Gunasekera et Berkowitz, 1992b ; Martin et Ruiz-Torres, 1992 ; Escalona et al., 1999 ; Grassi et Magnani, 2005). De manière générale, un certain nombre de preuves expérimentales montre que l’importance de l’hétérogénéité d’ouverture des stomates est moins forte que ce que l’on a longtemps cru (Lawlor et Cornic, 2002).
|
Table des matières
LISTE DES ABREVIATIONS
INTRODUCTION
SYNTHESE BIBLIOGRAPHIQUE
SECTION I : FONCTIONNEMENT DES STOMATES ET PHOTOSYNTHESE
A- Fonctionnement des stomates et réponse aux facteurs environnementaux
A-1 Mécanismes moléculaires de la fermeture des stomates
A-1-1 Ouverture et fermeture des stomates en réponse à la lumière
A-1-2 Rôle de la zéaxanthine
A-1-3 Rôle de l’ABA et du peroxyde d’hydrogène
A-1-4 Rôle du CO2
A-1-5 Rôle de l’ascorbate
A-1-6 Rôle de l’éthylène et des cytokinines
A-2 La réponse des stomates aux facteurs environnementaux
A-2-1 Différence de vitesse de mise en place des stress environnementaux
A-2-2 Réponse des stomates aux facteurs environnementaux
A-2-3 Caractéristique de la réponse des stomates : une fermeture hétérogène
A-3 La réponse des stomates au stress hydrique passe par une réponse à des facteurs physiologiques21
A-3-1 Concentration intercellulaire en CO2
A-3-2 Contrôle hydrique des stomates : transpiration et potentiel hydrique
A-3-3 Contrôle hydraulique des stomates
A-3-4 Contrôle hormonal des stomates
A-3-5 Contrôle hydraulique vs. contrôle hormonal ?
A-4 Stratégies adoptées par les plantes face à un stress hydrique
A-4-1 Maintenir le potentiel hydrique foliaire constant
A-4-2 Limiter le taux d’embolie : maintenir le potentiel hydrique du xylème voisin du potentiel de cavitation
A-4-3 Stratégie de conservation vs. stratégie de production
B- Photosynthèse et stress hydrique
B-1 Processus de la photosynthèse et capacité photosynthétique
B-1-1 Processus de la photosynthèse : rappels
B-1-2 Définition de la capacité photosynthétique et estimation
B-1-3 Espèces actives de l’oxygène et mécanismes antioxydants
B-2 Le stress hydrique impose différentes limitations à la photosynthèse
B-2-1 Limitations stomatiques, non-stomatiques, diffusives et métaboliques
B-2-2 Importance relative des limitations à la photosynthèse
B-3 Les limitations diffusives non-stomatiques : une diminution de la conductance mésophyllienne
B-3-1 Définition de la conductance mésophyllienne
B-3-2 Conductance mésophyllienne et stress hydrique
B-4 Les limitations métaboliques et les réponses de la plante
B-4-1 Réponse de la photosynthèse au stress hydrique
B-4-2 Systèmes évacuateurs d’énergie lumineuse en excès
B-4-3 Systèmes consommateurs d’électrons
B-4-4 Systèmes protecteurs
B-4-5 Atteinte des photosystèmes et du transport d’électrons
B-4-6 Atteinte de la synthèse d’ATP et de la régénération du RuBP
B-4-7 Atteinte de la Rubisco
B-4-8 Atteinte de la respiration mitochondriale
B-4-9 Inhibition de la photosynthèse par diminution de l’activité puit
B-4-10 Réallocation d’azote
C- Relation entre les stomates et la photosynthèse
C-1 Comportement optimal des stomates : théorie de l’optimisation
C-1-1 Formulation originale
C-1-2 Validation expérimentale
C-1-3 Optimisation simultanée des efficiences photosynthétiques de l’eau et de l’azote
C-1-4 Stress hydrique et théorie de l’optimisation
C-1-5 Extension de la théorie de l’optimisation à l’efficience photosynthétique intrinsèque de l’eau
C-2 Comportement du rapport gs/Anet
C-2-1 Relation entre l’efficience photosynthétique de l’eau (Anet/E), gs/Anet et Ci
C-2-2 Conditions hydriques non-limitantes
C-2-3 Conditions hydriques limitantes
C-3 Eléments d’interprétations de la relation entre gs et Anet
C-3-1 Mécanismes pouvant expliquer la coordination entre gs et Anet en conditions hydrique nonlimitantes
C-3-2 Effet du stress hydrique sur quelques processus et molécules impliqués dans la régulation de gs et Anet
D- Conclusions
SECTION II : MODELISATION DE LA CONDUCTANCE STOMATIQUE
A- Modèles sans stress hydrique
A-1 Réponse des stomates aux facteurs environnementaux seuls (relation gs-E)
A-1-1 Modèles généraux, intégrant les effets de l’ensemble des facteurs environnementaux
A-1-2 Réponse spécifique des stomates à l’humidité de l’air, à la transpiration et au potentiel hydrique foliaire
A-2 Réponse des stomates aux facteurs physiologiques (relation gs-Anet)
A-2-1 Conductance stomatique estimée par un sous-modèle d’assimilation de CO2
A-2-2 Conductance stomatique estimée par un sous-modèle exprimant la capacité photosynthétique de la feuille
B- Modèles intégrant l’effet du stress hydrique
B-1 Modèles empiriques dépendant de facteurs climatiques
B-1-1 Modèles multiplicatifs
B-1-2 Autres voies de modélisation
B-2 Modèles intégrant l’assimilation nette de CO2 : modification des modèles de Ball, Woodrow et
Berry et de Leuning
B-2-1 Structure des modèles
B-2-2 Caractéristiques et qualité d’ajustement de quelques modèles
B-3 Lien entre potentiel hydrique foliaire et réponse à l’ABA – Voies de modélisation
B-4 Modèles hydrauliques
B-4-1 Modèles simples basés sur la conductance hydraulique totale du trajet de l’eau du sol aux feuilles
B-4-2 Modèles où la conductivité hydraulique dépend de l’architecture hydraulique de la plante
B-4-3 Modèles utilisant le potentiel de cavitation Ψcav
B-5 Modèles hydromécanistes
PROBLEMATIQUE
MATERIEL ET METHODES
A- Résultats méthodologiques préliminaires
A-1 Mesure du potentiel hydrique foliaire chez le manguier
A-2 Variations journalières des concentrations en sucres : à quel moment de la journée estimer les paramètres de la capacité photosynthétique
A-3 Détermination du point de compensation en CO2 en l’absence de respiration mitochondriale (Γ*) et de la respiration mitochondriale sur manguier
B- Caractérisation hydraulique et hydrique du manguier et du litchi
B-1 Mesure de la conductivité hydraulique du xylème et estimation du taux d’embolie
B-1-1 Collecte et préparation des échantillons
B-1-2 Mesure de la conductivité initiale et à saturation
B-1-3 Calcul du taux d’embolie
B-2 Matériel végétal
B-3 Estimation de la vulnérabilité à la cavitation
B-3-1 Déshydratation à la paillasse
B-3-2 Centrifugation
B-3-3 Correction des données obtenues par déshydratation à la paillasse
B-3-4 Ajustement d’une courbe de référence
B-4 Comportement hydrique du manguier et du litchi lors d’un stress hydrique
B-4-1 Cinétique de déshydratation de rameaux coupés
B-4-2 Modèle hydraulique de transpiration sur manguier
B-4-3 Relation entre le potentiel hydrique foliaire, la conductance stomatique et le potentiel de base
B-5 Eléments d’interprétation
B-5-1 Estimation de la longueur des vaisseaux
B-5-2 Estimation du diamètre des vaisseaux et de l’épaisseur des parois
B-5-3 Effet de l’écorçage des échantillons de manguier sur la conductivité hydraulique mesuré
C- Effet du stress hydrique sur la capacité photosynthétique et la relation entre gs et Anet chez le litchi et le manguier
C-1 Le litchi
C-1-1 Matériel végétal et dispositif expérimental
C-1-2 Mesures des échanges gazeux et de la respiration de nuit
C-1-3 Mesures de fluorescence
C-1-4 Prélèvement des feuilles et mesures biochimiques
C-1-5 Analyses statistiques
C-2 Le manguier
C-2-1 Matériel végétal et dispositif expérimental
C-2-2 Mesures des échanges gazeux et de la respiration de nuit
C-2-3 Mesures de fluorescence
C-2-4 Mesure de la conductance mésophyllienne
C-2-5 Prélèvement des feuilles et mesures biochimiques
C-2-6 Analyses statistiques
RESULTATS
A- Caractérisation hydraulique et hydrique du manguier et du litchi
A-1 Estimation de la longueur des vaisseaux
A-2 Estimation du diamètre des vaisseaux et de l’épaisseur des parois
A-3 Effet de l’écorçage des échantillons de manguier sur la conductivité hydraulique mesurée
A-4 Estimation de la vulnérabilité
A-4-1 Estimation de l’embolie native
A-4-2 Vulnérabilité du manguier
A-4-3 Vulnérabilité du litchi
A-5 Comportement hydrique du manguier et du litchi lors d’un stress hydrique
A-5-1 Cinétique de déshydratation de rameaux coupés
A-5-2 Relation entre le potentiel hydrique foliaire, le potentiel de base, et la conductance
A-5-3 Modèle hydraulique de transpiration sur manguier
B- Effet du stress hydrique sur la capacité photosynthétique et la relation entre gs et Anet chez le litchi et le manguier
B-1 Le litchi
B-1-1 Variations des concentrations en azote et en sucres au cours du stress hydrique
B-1-2 Effet d’une sécheresse sur le long terme sur la photosynthèse et la conductance stomatique
B-1-3 Effet d’une sécheresse sur le long terme sur les paramètres de fluorescence
B-2 Le manguier
B-2-1 Evolution du potentiel de base au cours de l’expérimentation
B-2-2 Effet d’une sécheresse sur le long terme sur les concentrations en azote total, chlorophylle et sucres
B-2-3 Effet d’une sécheresse sur le long terme sur la pente de la relation entre gs et Anet et sur Ci
B-2-4 Effet d’une sécheresse sur le long terme sur les paramètres de la fluorescence
B-2-5 Effet d’une sécheresse sur le long terme sur la respiration mitochondriale et la conductance mésophyllienne
DISCUSSION
A- Caractérisation hydraulique et hydrique du manguier et du litchi et comportement en conditions de stress hydrique
A-1 Construction des courbes de vulnérabilité
A-1-1 Courbe de vulnérabilité du manguier
A-1-2 Courbe de vulnérabilité du litchi
A-2 Vulnérabilité à la cavitation
A-2-1 Différences de vulnérabilité à la cavitation entre les rameaux d’ombre et les rameaux de lumière, chez le manguier
A-2-2 Vulnérabilité à la cavitation du manguier et du litchi
A-3 Comportement hydrique du manguier et du litchi face à un stress hydrique
A-3-1 Le manguier
A-3-2 Le litchi
A-4 Simulation de la transpiration en conditions de stress hydrique
A-5 Conclusions
B- Effet du stress hydrique sur la capacité photosynthétique et la relation entre gs et Anet chez le litchi et le manguier
B-1 Effet du stress hydrique sur la teneur foliaire en azote
B-2 Effet du stress hydrique sur la capacité photosynthétique
B-2-1 Validité des estimations du flux électronique en condition de lumière saturante Jmax
B-2-2 Diminution de Jmax au cours du stress hydrique et modification de la relation entre Jmax et la concentration foliaire en azote
B-2-3 Effet du stress hydrique sur la respiration de nuit et la conductance mésophyllienne
B-3 Causes possibles de la diminution de la capacité photosynthétique
B-3-1 Accumulation de sucres et diminution de l’activité puit
B-3-2 Photoprotection et dégradations de la machinerie photosynthétique
B-3-3 Réallocation éventuelle de l’azote
B-4 Modification de la relation entre gs et Anet et variations de la concentration intercellulaire en CO2 au cours d’un stress hydrique
B-4-1 Variations de la pente de la relation gs-Anet et de Ci
B-4-2 Hypothèses à la base de la relation entre gs et Anet et implication pour sa modélisation
B-5 Conclusions
CONCLUSION
1- Bilan des connaissances acquises
1-1 Résultats en rapport avec la compréhension du déterminisme de l’ouverture des stomates et des modifications de la photosynthèse lors d’un stress hydrique
1-2 Simulation de la conductance stomatique, couplée à la photosynthèse, lors d’un stress hydrique203
2- Perspectives de recherches
2-1 Par rapport à l’enjeu d’acquisition de connaissances scientifiques
2-2 Par rapport à l’enjeu de simulation de la conductance stomatique couplée à la photosynthèse
ANNEXES
Annexe 1 : Le potentiel hydrique
Annexe 2 : Trajet de l’eau dans le xylème et conductance hydraulique
Annexe 3 : Fluorescence et photosynthèse
Annexe 4 : Couplage de modèles de conductance stomatique à des modèles de photosynthèse
REFERENCES
Télécharger le rapport complet
