Facteurs influençant les structures de phase des membranes lipidiques

Mécanismes de formation

En 1971, Chiola et al. [2] décrivaient le premier brevet sur la synthèse de silice à faible densité réalisée par hydrolyse et condensation du tétraéthylorthosilicate (TEOS) en présence d’un tensioactif cationique. Cependant, à cause d’un manque d’analyses, les propriétés notables de ces composés ne sont pas remarquées [3]. En 1992, les chercheurs de Mobil ont réalisé des études détaillées sur la synthèse et la caractérisation de certains matériaux mésoporeux [6, 7]. Des matériaux de symétrie hexagonale (MCM-41), cubique (MCM-48) et lamellaire (MCM-50) ont été obtenus par l’assemblage d’une phase inorganique (silicate) et d’une phase organique micellaire dans des conditions hydrothermiques. Les tensioactifs, organisés sous forme de micelles, jouent le rôle d’agent structurant et la partie inorganique interagit à l’interface des micelles dispersées en solution.

Lors de la condensation, les micelles s’allongent et s’agrègent pour former un réseau ordonné. La phase organique est ensuite éliminée par calcination à 550°C, ce qui permet de libérer la porosité. La figure (I.7), représente les deux mécanismes de synthèse proposés par les chercheurs de Mobil en se basant sur la chimie du tensioactif : (1) la mésophase liquide est formée avant l’addition des espèces silicatées ; (2) le silicate influence la formation de cette phase cristal-liquide. Le mécanisme LCT (Liquid Crystal Templating) propose que la silice mésoporeuse se forme à l’intérieur d’une phase cristal liquide. Le point important est que les micelles, et non les molécules isolées, agissent en tant que précurseurs à la formation de la mésostructure. Le produit obtenu possède un squelette silicaté vide; la condensation du silicate n’est pas le facteur dominant dans la formation de la structure mésoporeuse.

Selon Davis et al. (figure (I.8)) [19], des micelles cylindriques se forment au hasard, puis, au contact d’oligomères de silicates, elles conduisent à la formation de micelles cylindriques isolées, entourées de deux ou trois couches de silice. La condensation basique entre silicates de cylindres voisins explique l’arrangement hexagonal des cylindres. Un temps ou une température de synthèse plus élevés favorisent la condensation des silanols et ainsi améliore la stabilité du matériau. Le groupe de Stucky [20] a étudié divers tensioactifs (cationiques, anioniques, à deux chaînes hydrocarbonées hydrophobes et de zwitterions) et a élaboré un mécanisme d’autoassociation des précurseurs de silice et des molécules de tensioactifs au cours duquel une phase lamellaire apparait, puis se transforme progressivement en une phase héxagonale.

La condition fondamentale de construction de ces matériaux est l’existence d’une interaction entre le gabarit et le précurseur inorganique. Les matériaux ainsi obtenus diffèrent selon la nature du tensioactif, en particulier s’il s’agit de molécules de tensioactif chargées ou non. Ainsi les interactions entre le tensioactif (noté S) et les silanols de surface (notés I) seront de type électrostatique dans le cas d’une molécule de tensioactif chargée (Figure (I.9)) :

•(S-, I+) : on utilise des tensioactifs anioniques qui interagissent avec des espèces inorganiques cationiques pour diriger la structure.

Sources des phospholipides

Les PL sont des constituants très importants au niveau des membranes cellulaires. Ils sont présents aussi bien chez les animaux que chez les végétaux. Comme ils sont essentiels à la vie, on les retrouve dans les organes vitaux, tels que le cerveau, le foie et les reins chez les animaux et dans les racines, les graines et les noix chez les végétaux. La source végétales la plus fréquente de lécithine est le soja qui fournit plus de 90% des lécithines végétales, cependant, d’autre sources sont aussi parfois utilisées telles que le colza, le maïs ou les graines d’arachides. En ce qui concerne les lécithines d’origine animale, c’est la lécithine d’oeuf qui est la plus répandue, même si d’autres sources comme le lait ou les tissus cérébraux ont pu être mises en évidence (Tableau 2) [31]. Les lécithines végétales contiennent en majorité PC, PE et PI. D’autres familles de PL comme PS peuvent être présenté mais généralement en faible quantité. En revanche, les lécithines d’origine animale sont, en général plus riches en PC (c’est le cas de la lécithine d’oeuf) et contiennent de la SM, qui est une famille de PL que l’on ne retrouve que dans les sources d’origine animale. Les tissus cérébraux sont les sources qui contiennent la plus grande variété de classe de PL.

Les lécithines se différencient donc par le type et le pourcentage relatif des familles de PL qu’elles contiennent, mais la nature des AG portés par ces PL est également un facteur de différenciation (Tableau 3). En effet, les lécithines végétales sont d’une manière générale plus riches en acides linoléique (18 :2) et α- linolénique (18 :3) ainsi qu’en AG saturés.Dans les lécithines animales, les acides palmitique (16 :0) et stéarique (18 :0) sont beaucoup plus abondants que les AG polyinsaturés. L’acide arachidonique (20 :4) quant à lui, est d’une manière générale, uniquement présent dans les lécithines animales [31]. Différents degrés de pureté peuvent être obtenus au cours des procédés de synthèse des PL, les produits non raffinés contiennent plusieurs classes de PL, notamment PC, PE, PS et PI combinés à d’autres substances comme les glycolipides ou les lipides neutres [31]. En fonction du degré de pureté, la lécithine est obtenue sous différentes formes physique (poudre, granules ou pate) et avec des pourcentages variables de PC entre 20 et 95%. Le procédé d’obtention de la lécithine d’oeuf est basé sur les mêmes principes que celui des lécithines végétales.

Position de l’étude : Notre objectif est de réaliser des matériaux mésoporeux en utilisant les phospholipides en tant que tensioactifs naturels afin d’étudier les interactions silice-phospholipides qui ont été précédemment démontrées avec l’enrobage de liposomes par une couche de silice (liposils) [37. La caractérisation des phospholipides utilisés par LC-MS, RMN est très indispensable pour connaitre leur composition afin de comprendre les variations en fonction des sources (oeuf et soja). Différents types des phospholipides vont être ciblés afin d’obtenir des matériaux mésoporeux avec des structures et textures différentes. Avant d’étudier l’influence de la nature du PL, plusieurs paramètres pouvant aussi influencer la structure des matériaux mésoporeux vont être étudiés, tels que le temps d’agitation, l’effet du solvant (le pourcentage eau/ Ethanol) et la quantité de PL. Ceci va nous permettre de déterminer le domaine de formation des différentes phases obtenues à partir de phospholipides plus économiques (lécithine de soja). La caractérisation des mésophases par les méthodes typiques de la physicochimie des matériaux (DRX, adsorption d’azote, microscopie…) va représenter le sujet principal de cette étude.

Calcul de la surface – Courbe t Cette courbe consiste à porter le volume de gaz en fonction de l’épaisseur moyenne de la multicouche d’azote (notée t) : Vads (ml/g STP)=f(t(Å)) Figure (II.8) : Courbe t typique d’un MTS mésoporeux. Sur la Figure II-8 est présentée la courbe t typique d’un MTS silicique mésoporeux. Aux faibles valeurs de t, la courbe est linéaire et passe par l’origine, montrant ainsi l’absence de microporosité. Les évolutions linéaires pour de faibles et de grandes valeurs de t correspondent à une adsorption multicouche sans phénomène de condensation capillaire. Le volume adsorbé est proportionnel à l’épaisseur d’azote et à la surface recouverte. La surface mise en jeu est proportionnelle à la pente de la courbe moyennant une constante permettant la correction de densité de l’azote entre l’état gazeux et condensé. On obtient ainsi la surface totale pour des faibles valeurs de t par Stotale = 15,47 α et la surface externe après la condensation capillaire par Sexterne =15,47 β. L’extrapolation de la droite donnant la surface externe à t = 0 permet de connaître le volume mésoporeux exact, en éliminant la contribution du volume d’azote adsorbé sur la surface externe pour les faibles valeurs de t. Si le solide est microporeux ou présente une microporosité associée à une mésoporosité, la courbe t ne passe pas par l’origine. L’extrapolation de cette droite à t = 0 permet cette foi de connaître le volume microporeux.

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Table des matières

Table des matières
Introduction générale
Chapitre I : Etude bibliographique
I. Les matériaux mésoporeux
I. 1. Historique
I. 2. Classement
I. 2. 1. M41S
I.2. 2. FSM-16
I. 2. 3. SBA-15
I. 2. 4. MMS
I. 2. 5. PCH
I. 3. 6. SMS
I. 3. Mécanismes de formation
I. 4. Interactions
II. Les tensioactifs
II.1. Qu’est-ce qu’un tensioactif ?
II. 2. Classification
II.2.1. La nature de leur tête polaire
a. Les tensioactifs non ioniques
b. Les tensioactifs anioniques
c. Les tensioactifs cationiques
d. Les tensioactifs amphotères
II.2.2. La longueur de la partie lipophile
II.2.3. Leur origine, naturelle ou synthétique
III. Les Phospholipides
III.1. Qu’est-ce qu’un phospholipide
III.2. Classification
III.2.1. Glycérophospholipides
III.2.2. Phosphosphingolipides
III.3. Sources des phospholipides
III.4. Facteurs influençant les structures de phase des membranes lipidiques
III.4.1. Structure chimique
III.4.2. Température, pression et PH
III.4.3. Le solvant
IV. Position de l’étude
V. Références bibliographiques
Chapitre II : Matériel et méthodes de caractérisation
I. Synthèse des mésophases
I.1. Réactifs
I.2. Méthodes
I.3. Nomenclature des échantillons et conditions de synthèse
II. Activation des matériaux mésoporeux – Calcination
III. Méthodes de caractérisation
III.1. DRX
III.2. Analyse thermogravimétrique ATG
III.3. L’adsorption/ désorption d’azote à 77K
III.3.1. Les différents types d’isotherme de physisorption
III.3.2. Calcul du volume poreux (mésoporeux
III.3.3. Calcul de la surface spécifique : la théorie BET
III.3.4. Calcul de la surface Ŕ Courbe t
a. Isotherme de référence expérimentale pour le tracé de la courbe t
b. Courbe de référence théorique pour le tracé de la courbe t
c. Utilisation de la courbe t
III.3.5. Calcul de la taille des pores
a. Méthode de Gurvitsch
b. Méthodes dérivées de l’équation de Kelvin
III.4. Micrscopie à balayage (MEB
III.5. Spectrométrie de masse (MS
Conditions d’analyse
V. Références bibliographiques
Chapitre III : caractérisation des phospholipides utilisés
I. Identification des phospholipides par spectroscopie de masse
I.1. Phospholipides de référence
I.1.1. Phosphatidylcholine (PC)
I.1.2. Phosphatidylethanolamine (PE)
I.1.3. L’acide phosphatidyque (PA)
I.2. Phospholipides divers
I.2.1. Effet de la pureté
I.2.2. Effet de la source
I.2.3. Effet de l’hydrogénation
II. Références bibliographiques
Chapitre IV : Optimisation des conditions de synthèse des matériaux
I. Effet du temps de condensation
II. Effet de la nature du solvant
II.1 Les synthèses avec 5 % de lécithine
II.2 Les synthèses avec 12 % de lécithine
III. Effet de la concentration du phospholipide
III.1. Les synthèses au rapport EtOH/(EtOH+H2O) = 0.9
III.2. Les synthèses avec un rapport EtOH/(EtOH+H2O) entre 0.6 et 0.4
IV. Références bibliographiques
Chapitre V : Effet des différents phospholipides
I. Effet de la pureté de la phosphatidylcholine
II. Effet de la source de phosphatidylcholine
III. Effet de l’hydrogénation
IV. Références bibliographiques
Conclusion générale
Références bibliographiques