EVOLUTION DU POTENTIEL REDOX AU COURS DE L’ELEVAGE LARVAIRE

REDOX

Généralités Les réactions d’oxydoréduction se rencontrent partout dans la vie courante : à l’air libre, le cuivre se couvre de vert-gris (KREMER et al, 2007) ; dans le sol engorgé d’eau, le fer (III) est réduit en fer (II) procurant au sol une couleur gris-bleutée (VIZIER, 1971) et ; dans l’eau et les liquides physiologiques des êtres vivants, l’eau est à la fois l’environnement où se passe la réaction, mais aussi, elle est l’élément le plus essentiel de tous les éléments participants (SCHWEDES, 2008). Elles sont souvent utilisées dans des différents procédés chimiques industriels comme dans la fabrication des piles électrochimiques, de l’alcootest à usage unique, dans les stations d’épuration d’eau pour éliminer les éléments toxiques comme le cyanure, le chromate et le nitrite. (KREMER et al, 2007) Dans le cas de la LGA, les réactions redox sont utilisées dans le traitement d es eaux usées de l’usine. Le but est de diminuer le taux du MBS (méta-bisulfite) rejeté dans la nature afin de se conformer aux normes bio. Pour ce faire, les eau usées sont traitées par l’hypochlorite pour neutraliser les résidus de MBS afin de pouvoir rejeter les eaux. (TSILAVINDRANTO, 2010)
Définitions des mots clés Le terme « oxydoréduction » découle des deux notions suivantes : réduction et oxydation. Auparavant, toute réaction d’une substance avec l’oxygène a été appelée oxydation (du latin oxygenium). Le retour à l’état initial est la réduction (KREMER et al, 2007). Grâce à des recherches approfondies et des possibilités techniques actuelles, des nouvelles définitions ont été trouvées. Et cela nous ramène à définir les termes importants :
 Oxydant : « une espèce susceptible de capter des électrons (accepteur d’électrons). (CANCIANI, 2008)
 Réducteur : « une espèce capable de libérer des électrons (donneur d’électrons). (CANCIANI, 2008)
 Couple redox ou couple oxydant/réducteur : « ensemble formé par un oxydant et un réducteur qui se correspondent dans la même demi-équation rédox. »
 Oxydation : « réaction au cours de laquelle une espèce perd un ou plusieurs électrons » (ANONYMES, date inconnue)
 Réduction : « réaction au cours de laquelle une espèce gagne un ou plusieurs électrons » (ANONYMES, date inconnue)
Comme dans les systèmes aqueux, les électrons n’apparaissent jamais librement, le processus d’oxydation et le processus de réduction ne peuvent avoir lieu l’une sans l’autre ; l’oxydation libère toujours exactement le nombre d’électrons consommés par la réduction. Alors l’ »oxydoréduction » se définit comme les processus simultanés et conjugués de réduction et d’oxydation. (KREMER et al, 2007)

Bioélectronique de Vincent (rH2)

                 Le potentiel d’oxydoréduction d’une solution se mesure en millivolt. Mais pour une formulation plus élaborée et plus parlante, le Professeur VINCENT L.C a préféré utiliser le rH2. En effet, le rH2 est une expression plus scientifique du potentiel redox d’une solution, qui implique le potentiel redox E et le pH de la solution. Il se calcule comme suit :rH2 = (E x 33,3) + 2pH ; Avec E exprimé en Volt (DANZE, 2011) C’est ainsi que le professeur a élaboré une échelle, allant de 0 à 42. Pour une valeur de rH2 comprise entre 0 et 28 le système est réductrice et entre 28 et 42 le système est oxydant et un rH2 égal à 28 correspond à la neutralité d’oxydoréduction

Matériels humains

Equipe production de l’écloserie Pour veiller à la bonne marche des activités de l’écloserie, l’écloserie de la LGA dispose de trois équipes : l’équipe production s’occupant de la partie élevage, l’équipe maintenance s’occupant de l’entretien et de la maintenance des matériels d’élevage et l’équipe administration. Dans cette étude, l’attention se porte uniquement sur l’équipe production. Tout en haut de la hiérarchie, le directeur de l’écloserie, le premier responsable de l’écloserie. Ensuite son adjoint, le responsable maintenance et le responsable base vie. Pour s’occuper de la production, l’écloserie de la LGA dispose de huit (8) techniciens. Ils sont affectés dans les différentes unités de production de la manière suivante : quatre techniciens accompagnés de six ouvriers pour la maturation ; deux techniciens et quatre ouvriers pour l’élevage larvaire ; une technicienne et cinq ouvriers pour la production d’algues et le laboratoire microbiologie et ; un technicien et trois ouvriers pour la nurserie.
Equipe de l’élevage larvaire Les techniciens ont comme rôle de bien veiller à la bonne marche de leur unité. Leurs tâches consistent à faire les observations quotidiennes de l’évolution des larves (à l’œil nu et sous microscope), à formuler les rations quotidiennes et à coordonner les tâches attribuées aux ouvriers. Les ouvriers s’occupent des tâches qui leurs sont attribuées. Ces tâches consistent à relever tous les paramètres d’élevage (température, salinité, pH, redox), le comptage des larves, la distribution des aliments (algues, granulés et Artémia), le nettoyage et la préparation des bacs, le nettoyage de la salle et la préparation des nauplii d’Artémia.

Artémia et potentiel redox

                 Selon LEE et al en 1999, le déficit en oxygène déclenche le processus de nitrification et cette dernière va entraîner la chute du potentiel redox du milieu. Cela soutient les résultats trouvés lors des expérimentations. C’est de cette mainère que la mise en charge des Nauplii d’Artémia va occasionner la diminution du potentiel redox. Vu l’effet, de l’ensemencement des Nauplii d’Artémia sur le potentiel redox du milieu. Il est important de retarder la première distribution au stade M3 ou M3/PL. Cela évite de trop charger le bac car avant le stade M3, les Nii d’Artémia sont trop gros pour les larves de crevettes. Alors, elles n’arrivent pas à les capturer. De ce fait, les Nauplii d’Artémia vont surcharger les bacs et cela va entraîner une chute précipitée du potentiel redox du milieu qui va accélérer le développement des microbes pathogènes. Vers le stade M3/PL et P1, il est important d’ajouter de l’ozone dans le bac dans le but d’éviter la diminution précipitée du potentiel redox. L’ozone va purifier l’eau en accélérant l’oxydation des restes d’aliment qui s’accumulent dans le bac. Cela va faire remonter le redox et inhiber le développement de la flore microbienne, et il va permettre plus tard d’empêcher l’apparition des problèmes de pattes grises vers les stades P3 et P4.

Courbe de référence

               Le milieu d’étude est favorable au développemnt des virus mais cela n’empêche que l’élevage larvaire se trouve confronter à des maladies d’origine bactérienne. Alors, il est important d’assurer l’équilibre de la flore bactérienne des bacs. Une fois qu’une colonie verte de Vibrionaceae apparaît sur la culture, il faut agir immédiatement en versant du sucre à la dose de 1 à 2 ppm dans le bac d’élevage. Cette intervention favorise le développement des grosses colonies jaunes qui vont concurrencer les colonies pathogènes (RAMANKANTENAINA, 2004). Il est important d’agir vite et tout de suite car les bactéries vont toujours se multiplier. Comme la durée d’incubation dure 18 heures minimum, alors les bactéries ont eu 18 heures d’avance. D’où, la nécessité d’agir dans l’immédiat. Le traitement probiotique dure deux jours maximum. Cela s’avère nécessaire et primordiale. Dépassant cette durée, cela risque de favoriser la croissance des petites colonies jaunes qui sont aussi pathogènes que les colonies vertes. Selon VIZIER en 1971, cette baisse du potentiel redox est le résultat de la diminution de la quantité d’oxygène et de l’apparition des phénomènes de réduction (dégradation anaérobique des matières organiques du sol) due au manque d’oxygène. En résumé, la baisse du potentiel redox dans le bac d’élevage larvaire s’explique par le fait que le taux d’oxygène dissous dans l’eau diminue progressivement et que les restes d’aliment se trouvant au fond du bac se dégradent lentement en condition anaérobique (phénomène de réduction). Pour avoir un meilleur résultat en élevage larvaire, il est important d’adopter cette nouvelle conduite d’élevage. Tout d’abord, il est impératif que le potentiel redox du bac au premier jour d’élevage soit élevé, supérieur à 210 mV et il doit être maintenu à plus de 190 mV jusqu’en stade Z3. Cela permet aux jeunes larves de prendre de l’avance par rapport à la croissance de la flore microbienne du milieu. Pour ce faire, il faut débuter avec un bullage faible qui va être augmenté petit à petit au fil des jours jusqu’à atteindre le niveau maximum en Z3. Ensuite au lieu de 300 l et 400 l, la distribution se repartit respectivement 100 litres d’algues pour les bacs de 10 et 200 litres pour les bacs de 17 au premier jour. Puis, l’augmentation de la quantité à distribuer se fait par paliers de 50 litres par jour jusqu’à l’atteinte de la quantité distribuée auparavant. Cela a pour but de ne pas précipiter la chute du potentiel redox du milieu, vu que les algues ont une tendance à ramener le potentiel redox vers 190 mV.

Conclusion

                 En élevage larvaire, le suivi du redox a un intérêt particulier car il renseigne sur l‘évolution de la flore microbienne et de la dégradation des matières organiques dans le bac. Il est particulièrement intéressant car il va permettre de surveiller tous les paramètres d’élevage à l’aide d’une seule mesure. Les essais menés ont montré que tous les paramètres d’élevage sont liés entre eux et ils sont aussi importants les uns des autres. La variation du pH est corrélée négativement avec celle du potentiel redox. Celle du taux d’oxygène dissous est corrélée positivement avec le potentiel redox. Mais par contre, le niveau de bullage est corrélé négativement avec le redox. La salinité est corrélée positivement avec le potentiel redox. Entre la température et le redox, il existe une faible corrélation négative. Au cours des manipulations, les principaux paramètres qui influencent la variation du potentiel redox sont le pH et le taux d’oxygène dissous. Alors, pour modifier le potentiel redox des bacs d’élevage, le meilleur moyen est d’agir sur ces deux paramètres. Le potentiel redox du bac d’élevage larvaire diminue progressivement au cours de l’élevage. Ce fait ne peut pas être expliqué comme l’effet d’un seul facteur. D’après les résultats de suivi du redox, les milieux sont alcalins et fort oxydés. Ainsi, les milieux sont favorables au développement de virus. Mais par contre, ils sont défavorables aux bactéries. Alors, la valeur de redox obtenue lors des investigations répond bien aux exigences du cheptel d’élevage. Vu que les Vibronaceae constituent les seuls ennemis majeurs de l’élevage larvaire. Il n’y a pas de différence significative entre l’évolution du redox durant la saison chaude et la saison froide, donc la courbe de référence est valable aussi bien durant la saison chaude que la saison froide. Cette courbe de référence constitue un témoin important pour l’élevage. Si la valeur du potentiel redox d’un bac s’écarte de cette courbe, il faut immédiatement intervenir. A elle seule, cette courbe de référence ne peut servir de tableau de bord pour l’élevage larvaire. Alors la détermination des points critiques s’avère nécessaire. Pour cela, des nouvelles études doivent être menées afin de compléter la courbe. Ces études vont se focaliser sur la variation du redox en cas d’apparition des maladies. Cela permet de savoir à quel moment telle ou telle maladie va-t-elle frapper. Dans ce cas l’intervention est facile et rapide pour éviter les dégâts souvent désastreux pour les fermes.

Table des matières

RESUME
DEDICACE
REMERCIEMENTS
LISTE DES TABLEAUX
LISTE DES FIGURES
LISTE DES ABREVIATIONS ET ACRONYMES
GLOSSAIRE
INTRODUCTION
Chap I CONTEXTE ACTUEL ET PROBLEMATIQUE
1.1. HISTORIQUE DE L’ELEVAGE DE CREVETTES DANS LE MONDE
1.1.1. Conséquences néfastes de l’intensification de la crevetticulture
1.1.2. Démarche vers une aquaculture durable
1.2. CONTEXTE ACTUEL
1.2.1. Aquaculture de crevettes dans le monde
1.2.2. Crevetticulture à Madagascar
1.2.2.2. OSO-FarmingLGA
1.3. REDOX
1.3.1. Généralités
1.3.2. Définitions des mots clés
1.3.3. Principe
1.3.3.1. Equilibre d’une équation redox
1.3.3.2. Naissance de la tension électrique
1.3.3.3. Notion de demi-pile
1.3.3.4. Mesure du potentiel redox
1.3.4. Utilisation de suivi du potentiel redox
1.3.5. Bioélectronique de Vincent (rH2)
1.3.6. Redox un outil parfaitement adapté au mode de production de la LGA
1.4. PROBLEMATIQUES
Chap II MATERIELS ET METHODES
2.1. METHODOLOGIE DE REALISATION DU TRAVAIL
2.1.1. Recherches bibliographiques
2.1.2. Travail sur terrain
2.2. MATERIELS ET MOYENS UTILISES
2.2.1. Ecloserie de la LGA
2.2.1.1. Unite d’elevage larvaire
2.2.1.2. Bio-essai
2.2.2. Matériels humains
2.2.2.1. Equipe production de l’écloserie
2.2.2.2. Equipe de l’élevage larvaire
2.2.3. Materiels de mesure
2.2.3.1. Redox-metre
2.2.3.2. Ph-metre
2.2.3.3. Refractomètre
2.2.3.4. Oxy-metre
2.2.4. Materiels biologiques
2.3. METHODOLOGIE ADOPTEE
2.3.1. Parametres d’elevage
2.3.1.1. Potentiel redox
2.3.1.2. pH
2.3.1.2. Température
2.3.1.3. Salinité
2.3.1.4. Taux d’oxygène dissous
2.3.2. Manipulations
2.3.2.1. Manipulation des paramètres d’élevage (Taux d’oxygène dissous, salinité et pH)
2.3.2.2. Apport d’aliment
2.3.3. Conduite d’elevage
2.3.3.1. Préparation des bacs
2.3.3.2. Ensemencement des Nauplii
2.3.3.3. Alimentation
2.3.3.4 . Suivis quotidiens
2.3.3.5. Interventions
2.3.3.6. Suivi bacteriologique
2.3.3.7. Probiotique
2.3.3.8. Vide sanitaire
2.3.4. Traitement des donnees
2.4. FORCES
2.5. FAIBLESSES
2.6. LIMITES
Chap III RESULTATS ET DISCUSSIONS
3.1. RESULTATS
3.1.1. Manipulations
3.1.1. 1. Manipulation I : pH et potentiel redox
3.1.1.2. Manipulation II : Taux d’oxygène dissous et potentiel redox
3.1.1.3. Manipulation III : Salinité et redox du milieu
3.1.1.4. Manipulation IV : Température et potentiel redox
3.1.1.5. Manipulation V : Nauplii d’Artémia et potentiel redox
3.1.1.6. Manipulation VI : algue et potentiel redox
3.1.2. Suivi redox
3.1.2.1. Cycle 47 et le cycle 48
3.1.2.2. Cycle 48 et le résultat du bio-essai
3.1.2.3. cycle 47 et de celui de la bio-essai
3.1.2.4. Courbe de référence
3.1.2.5. Synthèse des résultats de suivi du potentiel redox
3.2. DISCUSSION ET RECOMMANDATION
3.2.1. pH et potentiel redox
3.2.2. Taux d’oxygène dissous et potentiel redox
3.2.3. Salinité et potentiel redox
3.2.4. Tempéraure et potentiel redox
3.2.5. Artémia et potentiel redox
3.2.6. Algues et potentiel redox
3.2.6. Courbe de référence
Conclusion
BIBLIOGRAPHIE
WEBOGRAPHIE
ANNEXES

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