Soutenance mémoire
Le développement économique implique une augmentation de la productivité agricole pour satisfaire les besoins alimentaires grandissants des populations (Altieri 1999 ; Altieri &Nicholls, 2004), tout en préservant la santé publique par la lutte contre les vecteurs de diverses maladies parasitaires (Zaim & Guillet, 2002 ; Ramade, 2005) et l’environnement (Paoletti &Pimentel, 2000). Un immense effort est actuellement accompli à l’échelle mondiale pour lutter contre les insectes nuisibles par plusieurs méthodes, qu’elles soient physiques, biologiques ou chimiques. En effet, la perte de production mondiale relative aux ravageurs arthropodes est estimée à 15%(Pimentel, 2008) ; de plus, les pertes post-récolte en Afrique subsaharienne serait de 4 milliards de dollars par an pour une production totale annuelle évaluée à 27 milliards de dollars (moyenne annuelle 2005-2007) (FAO, 2011).
Face à ces menaces l’homme fait appel à l’utilisation intensive d’insecticides conventionnels pour contrer rapidement la nuisance que représente les insectes sur la productivité alimentaire (Oerke, 2006), ou encore l’invasion de mauvaises herbes (Matson et al., 1997). Cependant, les signes évidents de toxicité et les conséquences néfastes de l’usage massif de pesticides conventionnels ne sont plus à prouver, puisqu’il cause des dommages à l’environnement, à la santé humaine et entraîne une perte d’efficacité liée au développement de résistance des insectes et des pertes économiques (Eriksson et al., 1992 ; Snedeker, 2001 ; Den Hond & Schoeters, 2006 ; Schoeters & Hoogenboom, 2006 ; Bonde et al., 2008 ; Ekström &Ekbom 2011). A cet effet, les problèmes de toxicité et de neurotoxicité qui sont associés à l’utilisation de certains organochlorés, organophosphorés, les pyréthrinoïdes et autres carbamates (Strong et al., 2000 ; Colborn, 2006 ; Grandjean & Landrigan, 2006) entraînent de graves déséquilibres dans le milieu (pollution des eaux, contamination du sol et de l’air) (Regnault-Roger, 2002 ; Gueye et al., 2011), ou encore, l’érosion des sols, l’accumulation de résidus toxiques dans les produits récoltés (Norman, 2000 ; Snedeker, 2001; Den Hond & Schoeters, 2006 ; Schoeters &Hoogenboom, 2006 ; Bonde et al., 2008). En outre, on signale la perte massive de la biodiversité liée à l’usage des insecticides à large spectre (Denys & Tscharntke 2002 ; Gabarra, 2002 ; Altieri & Nicholls, 2004 ; Bianchi et al., 2006), ainsi que l’impact sur les organismes auxiliaires (Stark & Banques, 2003 ; Desneux et al., 2007). Ces pesticides agissent sur plusieurs systèmes physiologiques (croissance, reproduction et métabolisme) chez les organismes non visés (Gagné et al., 2008). L’usage intensif de ces produits provoque également le développement de formes résistantes de ravageurs vis à vis de différents types d’insecticides (Boyer, 2006 ; Brévault et al., 2009 ; Yang et al., 2009 ; Toma et al., 2011 ; Carvalho et al., 2013) qui sont aussi neurotoxiques sur les vertébrés (Mathew & Thanuja, 2008 ; Timothy, 2012) ainsi que sur les organismes aquatiques (De Groot, 2004).
MATERIEL ET METHODES
Drosophila melanogaster
La drosophile est connue sous le nom de « mouche de vinaigre » pour son attirance envers les produits fermentés (Mc Kenzie, 1974 ; Mc Kenzie & Mc Kechnie, 1979 ; Hoffmann & Parsons, 1991). Elle a une alimentation très variée, se nourrissant sur les fruits et légumes mûrs, les végétaux et champignons en décomposition et les liquides fermentés et sucrés (Tracqui & Demongeot, 2003). Cet insecte holométabole, hygrophile et lucicole de couleur jaune brunâtre pèse environ 0,5 mg et mesure 3 à 4 mm de long, ailes incluses (Gilbert, 1996 ; Slack, 2004). Son abdomen est plutôt court et rayé de bandes sombres, elle présente un dimorphisme sexuel ; son extrémité est foncée et arrondie chez le mâle, plus claire et pointue chez la femelle. Le mâle se distingue aussi par sa plus petite taille et par la présence de «peignes sexuels » sur ses pattes avant (Fig. 1). La position systématique de D. melanogaster est la suivante :
Règne Animalia
Embranchement Arthropoda
Sous- embranchement Hexapoda
Classe Insecta
Sous-classe Pterygota
Infraclasse Neoptera
Ordre Diptera
Sous- ordre Brachycera
Infra- ordre Muscomorpha
Famille Drosophilidae
Sous- famille Drosophilinae
Genre Drosophila
Espèce Drosophila melanogaster (Meigen, 1830).
Les drosophiles utilisées pour l’ensemble des expérimentations sont des mouches Canton-S (CS), offertes en 2011 par Jean-François FERVEUR (Centre des Sciences du Goût et l’Alimentaion, Université de Bourgogne, Dijon, France).
Le cycle de reproduction de la drosophile varie en fonction de la température et dure environ 12 jours à 25°C. Après l’accouplement, la femelle pond sur le milieu, en général des fruits blessés (Griffiths et al., 2002 ; Tavernier & Lizeaux, 2002), une centaines d’œufs allongés et blanchâtres d’environ 0,5 mm de long. Le stade embryonnaire dure 24h. Après l’éclosion, la drosophile apparaît sous forme d’une larve blanchâtre et commence immédiatement à se nourrir. Le développement larvaire comprend trois stades ponctué par 2 mues successives (à 24h et à 48h) et est caractérisé par une forte activité alimentaire. A la fin du 3ème stade larvaire, elle cesse de ce nourrir, quitte le milieu nutritif, s’immobilise et se transforme en pupe. Elle subit alors une métamorphose complète qui dure environ 5 jours, transformant progressivement son organisme larvaire en un individu adulte (Fig. 2). Al’émergence, l’imago recommence à s’alimenter, il passe encore par une phase de 8h d’immaturité où son système nerveux finit de se développer, puis le nouvel adulte devient sexuellement mature et s’engage dans la reproduction. La durée de vie de la drosophile est de 30 jours environ (Lorec, 2013).
Conditions d’élevage
Les drosophiles sont maintenues au laboratoire dans des étuves à 25°C sous une photopériode de 12 heures de jour (de 7h du matin à 19h) et 12 heures de nuit avec un taux d’humidité relative de 70%. Les mouches sont élevées dans des tubes en plastiques (9,5 x 2,5 cm) contenant du milieu nutritif standard [farine de maïs (33,33 g), de levure (33,33 g), d’agar- agar (4,8 g) et d’antifongique (25 ml de méthyl hydroxy-4-benzoate à 10 % dans l’éthanol 95%)] nécessaire pour la ponte, le développement et l’alimentation des larves et adultes. Pour la préparation du milieu nutritif, on met dans une cocotte tous les produits secs et on ajoute le volume nécessaire d’eau tiède en remuant à la spatule pour éviter les grumeaux. Faire chauffer la plaque en remuant jusqu’à ce que le milieu s’épaississe. A la fin, on laisse refroidir quelques minutes et on ajoute l’antifongique progressivement. Pour le coulage du milieu, on remplit les tubes en mettant 5 ml de milieu dans le fonds des tubes. Ensuite, on les protège avec de la gaze pendant 24h à température ambiante avant de remettre les bouchons en mousse.
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Table des matières
1. INTRODUCTION
2. MATERIEL ET METHODES
2.1. Drosophila melanogaster
2.2. Conditions d’élevage
2.3. Présentation de l’insecticide
2.4. Tests toxicologiques
2.5. Croissance pondérale et durée de développement
2.6. Suivi de la génération F1
2.7. Extraction et dosage des constituants biochimiques
2.7.1. Dosage des protéines totales
2.7.2. Dosage des glucides totaux
2.7.3. Dosage des lipides totaux
2.8. Extraction et dosage du malondialdéhyde
2.9. Etude morphométrique
2.10. Extraction et dosage des protéines ovariens
2.11. Analyse électrophorètique des protéines ovariennes
2.12. Détermination de la durée du développement et du potentiel reproducteur
2.13. Extraction et analyse des hydrocarbures cuticulaires
2.14. Analyse statistique des données
3. RESULTATS
3.1. Essai insecticide à l’égard des pupes
3.2. Impact du spiromesifen sur la croissance et le développement
3.2.1. Croissance pondérale
3.2.2. Durée de développement nymphal
3.3. Suivi de la génération F1
3.4. Composition biochimique des pupes
3.4.1. Taux de lipides totaux corporels
3.4.2. Taux de glucides totaux corporels
3.4.3. Taux de protéines totales corporelles
3.5. Effet sur le taux de malondialdéhyde
3.6. Effet sur la biométrie de l’ovaire
3.7. Effet sur les protéines ovariennes
3.7.1. Taux des protéines ovariennes
3.7.2. Analyse électrophorétique des protéines ovariennes
3.8. Effet sur le développement de la descendance et la reproduction
3.8.1 Effet du spiromesifen sur le développement
3.8.2. Effet sur le potentiel reproducteur
3.9. Analyse des hydrocarbures cuticulaires
3.9.1. Effet du spiromesifen sur les femelles
3.9.2. Effet du spiromesifen sur les mâles
3.9.3. Comparaison entre les femelles et les mâles
4. DISCUSSION
4.1. Toxicité à l’égard des pupes
4.2. Impact sur la croissance et le développement
4.3. Impact sur la composition biochimique des pupes
4.4. Impact sur le taux de malondialdéhyde
4.5. Impact sur la morphométrie de l’ovaire
4.6. Impact sur les protéines ovariennes
4.7. Impact sur le potentiel reproducteur
4.8. Impact sur les hydrocarbures cuticulaires
5. CONCLUSION
