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Utilisations du genre Dombeya
La fibre de l’écorce est employée pour la confection de cordages et pour le tissage. L’écorce est utilisée comme matériau de ligature. Autrefois elle servait à attacher les prisonniers. La matière fibreuse est également utilisée en vannerie. Par exemple D. acutangula dont l’écorce donne des fibres très estimées pour la fabrication de cordes en raison de leur résistance (LE PECHON et al., 2013). Le bois est localement utilisé en construction et dans des usages où l’ouvrabilité est plus importante que la durabilité. On le considère adapté pour les parties invisibles en ébénisterie, les boiseries intérieures, les boîtes et d’autres types d’emballage. Il est employé aussi comme bois de chauffe, comme dans le cas de D quinqueseta. En plus des propriétés communes des Dombeya, ce dernier connaît d’autres usages (ARBONNIER, 2004) :
• le bois est utilisé la confection de perches et comme combustible;
• la cendre de l’écorce produit un sel végétal ;
• le fruit est un aliment de famine au Soudan.
Certaines espèces du genre Dombeya sont utilisées comme remèdes. Par exemple, l’infusion de racine de D. buettneri, est utilisée en médecine traditionnelle africaine pour ses vertus laxatives. La décoction du même organe est bue pour prévenir les fausses couches. Des préparations à base de racine, d’écorce et de feuilles sont utilisées contre la diarrhée. L’extrait aqueux de feuilles de cette plante est utilisé dans le traitement des affections gastro-intestinales. Le jus de feuilles s’applique sur les plaies et la poudre ou la décoction de feuilles se prend ou s’inhale contre les maux de tête. La décoction de feuilles est prise pour prévenir les maladies infantiles et comme émétique et l’infusion de feuilles sert au traitement des hémorroïdes (web 3).
Etudes antérieures sur Dombeya lucida
Aucune étude chimique ni biologique n’a été faite sur l’espèce en question. Mais des études antérieures sur les feuilles d’une autre espèce, D. macrantha, ont révélé la présence de leucoanthocyanes, de tanins et polyphenols, de désoxyoses, de stéroïdes et stérols insaturés (MARINA, 2015). L’étude toxicologique sur des organismes animaux, végétaux et microbiens de l’extrait brut de cet organe a montré qu’il est inactif sur les souris et les larves de moustique. Par contre, il est actif vis-à-vis des alevins de carpes et des têtards. L’extrait agit aussi sur les végétaux et les microorganismes. Selon TOIHIRI (2016), les pétales et les fleurs de cette espèce n’ont pas d’effets toxiques sur les souris tandis que les larves de moustique et les microorganismes sont sensibles à l’extrait. Ils ont également un effet antioxydant inférieur à celui de l’acide ascorbique
Criblage des tanins et polyphénols
La détection des tanins est basée par la réaction colorée avec le chlorure ferrique et la formation de précipités en présence de gélatine. Les tests sont effectués sur l’infusé et l’extrait hydroéthanolique:
• une réaction avec le FeCl3 : 5 gouttes de FeCl3 en solution méthanolique à 10 % sont ajoutées à 1 ml d’extrait hydroéthanolique à étudier. Une coloration brun-vert indique la présence de tanins condensés (tanins catéchiques ou flavanols-3 condensés et leucoanthocyanes ou flavanediols-3,4) tandis qu’une coloration bleu-noire indique la présence de tanins hydrolysables (tanins galliques ou ellagiques).
• une réaction avec la vanilline chlorhydrique : à 2 ml d’extrait à étudier est additionné 1 ml d’une solution hydroéthanolique à 2 % de vanilline (m/v) et 12 % de HCl. L’apparition d’une coloration rouge indique la présence des phénols et des flavanes.
• des réactions avec la gélatine : 200 mg d’extrait hydroéthanolique sont dissous dans 15 ml d’eau distillée par chauffage puis filtrés. Au filtrat obtenu sont ajoutées 4 gouttes de solution aqueuse de NaCl à 10 % (m/v). Le mélange est réparti dans 3 tubes à essai :
• tube n° 1 : témoin ;
• tube n° 2 : 5 gouttes de solution aqueuse de gélatine à 1 % (m/v) sont ajoutées : l’apparition d’un précipité indique la présence de polyphénols ;
• tube n° 3 : 5 gouttes de solution aqueuse de gélatine salée 1 % (gélatine 1 % + NaCl 10 %, v/v) sont ajoutés, l’apparition d’un précipité indique la présence de tanins.
Evaluation de l’activité antioxydante par les méthodes qualitative et quantitative
L’activité antioxydante des fractions hexanique, dichlorométhanique, acétate d’éthyle et aqueuse a été étudiée en suivant la méthode décrite au paragraphe I.1.2.1 (p. 32). Le résultat du premier test de dépôt au DPPH est montré sur la figure 13. La figure montre que la révélation des plaques par la solution de DPPH à 25% méthanol présente deux types de zones :
• des zones claires sur chaque spot traduisant le piégeage de radical libre DPPH ou le pouvoir antioxydant des produits qui composent chaque fraction ;
• un fond violet montrant le DPPH libre non piégé.
A une quantité de 1 mg/spot, les zones claires sont plus larges pour les fractions acétate d’éthyle et aqueuse. Elles sont moindre pour les fractions hexanique et dichlorométhanique. Ceci indique que les fractions acétate d’éthyle et aqueuse ont une activité antioxydante plus importante. Ces observations ont également été confirmées par la quantification du pouvoir antioxydant de ces fractions en suivant la méthode décrite au paragraphe I.1.2.2 (p. 33). A une concentration de 0,5 mg/ml, les fractions hexanique, dichlorométhanique, acétate d’éthyle et aqueuse ont inhibé le radical libre DPPH. Cette inhibition variait de 16,89 % à 92,08 %. En amenant chaque pourcentage d’inhibition du DPPH dans l’équation de la courbe de tendance de l’α-tocophérol Y= – 826,93x + 626,59 (figure 14) avec R² = 0, 9951, la capacité de ces 04 fractions à inhiber le DPPH en équivalent α- tocophérol a été de 53,11 µM/mg/ml à 554,28 µM/mg/ml d’extrait. La fraction acétate d’éthyle avec un pourcentage d’inhibition de 92,08 % correspondant à 554,28 µM/mg/ml d’extrait a présenté la meilleure activité antioxydante par rapport aux 3 autres fractions. L’importante capacité antioxydante de la fraction acétate d’éthyle ainsi que son profil CCM intéressant (peut de contaminant) (voir figure 7, p. 25) ont conduit au choix de cette fraction pour la suite du travail.
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Table des matières
INTRODUCTION GENERALE
PREMIERE PARTIE : SYNTHESE BIBLIOGRAPHIQUE
I. GENERALITES SUR LA PLANTE
I.1. Description de la famille des Malvaceae
I.2. Généralités sur le genre Dombeya Cav
I.3. Description de l’espèce Dombeya lucida Baill
I.3.1. Position systématique
I.3.2. Description botanique
I.3.3. Répartition géographique
I.3.4.Utilisations traditionnelles de Dombeya lucida
I.3.5. Etudes antérieures sur Dombeya lucida
II. GENERALITES SUR LES ANTIOXYDANTS
II.1. Définition
II.2. Réaction entre le radical libre DPPH et l’antioxydant
DEUXIEME PARTIE : ETUDE CHIMIQUE
I. MATERIELS ET METHODES
I.1. Matériels
I.1.1. Matériel végétal
I.1.1.1. Collecte et identification
I.1.1.2. Préparation du matériel végétal
I.1.2. Produits chimiques
I.2. Méthodes
I.2.1. Analyses
I.2.1.1. Criblage phytochimique
I.2.1.1.1. Criblage des alcaloïdes
I.2.1.1.2. Criblage des composés phénoliques
I.2.1.1.3. Criblage des terpénoïdes
I.2.1.1.4. Criblage d’autres métabolites
I.2.1.2. Chromatographie sur couche mince
I.2.2. Extraction
I.2.3. Fractionnement et purification
I.2.3.1. Partage liquide-liquide
I.2.3.2. Chromatographie liquide sur colonne ouverte à basse pression (CC)
I.2.3.3. Chromatographie sur couche mince préparative
II. RESULTATS
II.1. Analyses
II.1.1. Criblage phytochimique
II.1.2. Analyse chromatographique sur couche mince
II.2. Rendements d’extraction
II.3. Fractionnement et purification
II.3.1. Partage liquide-liquide
II.3.2 . Fractionnement sur colonne ouverte
II.3.3. Purification par chromatographie sur couche mince préparative
III. DISCUSSION ET CONCLUSIONS
TROISIÈME PARTIE : ETUDE BIOLOGIQUE
I. ETUDE DE L’ACTIVITÉ ANTIOXYDANTE
I.1. Matériels et méthodes
I.1.1. Matériels
I.1.2. Méthodes
I.1.2.1. Méthodes qualitative : Méthode bioautographie
I.1.2.1.1. Principe
I.1.2.1.2. Mode opératoire
I.1.2.2. Méthode quantitative : Méthode au DPPH
I.1.2.2.1. Principe
I.1.2.2.2. Mode opératoire
II. TEST DE TOXICITE AIGUË DE L’EXTRAIT BRUT
II.1. Matériels et méthodes
II.1.1. Matériels
II.1.1.1. Animaux d’expérimentations
II.1.1.2. Extrait de la plante
II.1.2. Méthode d’étude de la toxicité sur souris
II.1.2.1. Estimation de la toxicité
III. RESULTATS
III.1. Etude de l’activité antioxydante
III.1.1. Evaluation de l’activité antioxydante par les méthodes qualitative et quantitative
III.2. Effets de l’extrait brut sur les souris
III.2.1. Injection par la voie intra péritonéale
III.2.2. Description des symptômes d’intoxication
IV. DISCUSSION ET CONCLUSIONS
CONCLUSION GENERALE ET PERSPECTIVES
REFERENCES BIBLIOGRAPHIQUES
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