ETUDE GENERALE DE L’EHRLICHIOSE MONOCYTAIRE CANINE

ETUDE GENERALE DE L’EHRLICHIOSE MONOCYTAIRE CANINE

PATHOGENIE et IMMUNITE
 Pathognie

 Phase aigue
Après une incubation de 8  20 jours apparat une phase aigue qui dure de 2  4 semaines.
Les lésions occasionnes par les Ehrlichia sont tout  fait différentes de celles rencontres lors d’infection par dautres rickettsies :  On ne retrouve pas chez les individus infects par E. canis les signes caractéristiques, telles la thrombose, la vascularite ou lhypertrophie des cellules endothliales, des infections par les rickettsies.
Les caractristiques de l’infection par E. canis semble plutôt Œtre l’envahissement des tissus pulmonaires, mningiaux, hpatiques, rnaux et splniques par des plasmocytes (48). En effet, l’agent pathogène se multiplie dans les cellules
immun induit par l’infection. Les anticorps anti-Ehrlichia seraient des anticorps bloquants protégeant le micro organisme de sa destruction par le système immunitaire (1).
 Phases subclinique et chronique
La phase subclinique est caractérisée par la persistance de l’agent pathogène et par une réponse immunitaire insuffisante pour éliminer. En absence de signes cliniques, les signes hmatologiques persistent, mais ils sont souvent subnormaux (44,46,129). Cette phase dure de 1  2 mois dans les conditions expérimentales  plus de 5 ans dans les conditions naturelles (34). Elle peut ensuite évoluer vers une phase chronique bénigne ou grave, en fonction de ltat immunitaire du chien.  Dans les cas les plus graves, une aplasie modullaire est observe, responsable danmies, de leucopénies (  origine notamment de surinfection) et de thrombopnie (  l’origine dune diathèse hémorragique parfois fatale en moins de 24 heures ) (26). Au cours de la phase chronique, on trouve beaucoup moins de morula dans le sang et les autres organes que durant la phase aiguº .
La pathognie de la phase aiguº est donc fondamentalement diffrente de celles des phases subclinique et chronique : ltude de la thrombopnie en est lexemple, avec des mcanismes essentiellement priphriques ( destruction  mdiations cellulaire et humorale, inhibition des fonctions plaquettaires ) en phase aigue sopposant aux mcanismes centraux ( hypo ou aplasie mdullaire ) de la phase chronique grave .
Cette dualit de la pathognie a, bien sßr, des rpercussions sur le pronostic et le traitement de lehrlichiose.
 Immunit
Immunit  mdiation humorale
Dun point de vue de la cintique chez les chiens infects exprimentalement, les immunoglobulines A ( IgA ) et M ( IgM ) apparaissent dŁs le 7Łme jour aprŁs linfection, suivies par les immunoglobulines G ( IgG )  partir du 10Łme jour dont la quantit est maximale vers le 80Łme jour  (38,40,48).
Chez le chien sain, les valeurs usuelles sont les suivantes : IgA = 0,29g/L, IgG = 6,8 g/L et IgM = 0,8 g/L. En cas dehrlichiose, on trouve des quantits dIgG suprieurs  la normale ( 11+/- 3g/L ).   La quantit danticorps chute brutalement juste avant la mort. Les anticorps des chiens traits diminuent et disparaissent 6  12 mois aprŁs la gurison .
Il sagit danticorps tmoins de linfection qui nassurent pas de fonctions protectrices, comme latteste la sensibilit  la rinfection de chiens sropositifs (48 et travaux originaux Deuxième partie 2.4.2 ). Les anticorps produits ne procurent en effet aucune protection aux cellules non encore infectes. Ils pourraient mŒme favoriser la multiplication de l’agent chez lhte en participant  inhibition de la fusion phagolysosomiale (77).  Cest pour cette raison que des chiens possdant un titre en anticorps trŁs lev ( 1/5120 ) peuvent mourir subitement.
Toutefois, in vitro, il a t démontré qu un srum immun inhibe la croissance dEhrlichia canis dans des macrophages canins (95). De la mŒme faon, des macrophages immuns ( issus de chiens infects) résistent davantage  la multiplication du micro organisme (96). Il existe donc  priori une synergie protectrice entre les anticorps spcifiques et les macrophages immuns.
Si limmunit humorale nest pas stable, ni efficace, lon sait par contre que la composante cellulaire du mcanisme de protection vis–vis d’E. canis est essentielle (77).
 Immunit  mdiation cellulaire
Une tude de la cytotoxicit d’E. canis sur les monocytes infects révèle que celle-ci est maximale  lacm de la maladie ( en phase aigue, lorsque la thrombopnie est maximale ), puis elle diminue progressivement (88). Les travaux de KAKOMA en 1977, montrent un changement dans le phnomŁne de reconnaissance du soi par les lymphocytes ou les monocytes. Il est probable que la présence de la bactrie dans les monocytes les empéche d’étre reconnus par les lymphocytes autologues, peut-étre en modifiant les antigŁnes de surface, provoquant ainsi la non-reconnaissance de ces cellules mononucles comme appartenant au soi et donc permettant leur limination spécifique.
Il faut remarquer que l’on retrouve pour lehrlichiose canine, le même type de réponse immunitaire que pour la leishmaniose ( anticorps non ou peu protecteurs, réponse  médiation cellulaire importante, intervention des interférons Gamma et des facteurs activant les macrophages ).

Table des matières

SOMMAIRE
INTRODUCTION
PREMIERE PARTIE : ETUDE GENERALE DE L’EHRLICHIOSE MONOCYTAIRE CANINE
1. AGENT ETIOLOGIQUE
1.1 Classification
1.2 Historique
1.3 Morphologie et cycle
1.4 Culture
1.5 Le Genre Ehrlichia
1.6 Les autres rickettsies du chien
2. EPIDEMIOLOGIE
2.1 Agent vecteur : la tique Rhipicephalus sanguineus
2.1.1 Classification
2.1.2 Morphologie
2.1.3 Cycle
2.1.4 Hôtes
2.1.5 Répartition géographique
2.1.6 Contamination de la tique par E. canis
2.1.7 Transmission d’E. canis
2.1.7.1 Transmission naturelle
2.1.7.2 Infection expérimentale
2.1.8 Rhipicephalus sanguineus vectrice d’autres maladie
2.2 Espèces sensibles à Ehrlichia canis
2.3 Réservoirs
2.4 Répartition géographique
2.5 Distribution saisonnière
3. PATHOGENIE et IMMUNITE
3.1 Pathogénie
3.1.1 Phase aiguë
3.1.2 Phases subclinique et chronique
3.2 Immunité
3.2.1 Immunité à médiation humorale
3.2.2 Immunité à médiation cellulaire
4. CLINIQUE
4.1 Symptômes
4.1.1 Phase aiguë
4.1.2 Phase subclinique
4.1.3 Phase chronique
4.2 Modifications biochimiques et immunologiques
4.2.1 Hypoalbuminémie
4.2.2 Hyperprotidémie
4.2.3 Autres modifications biochimiques
4.3 Modifications hématologiques
4.3.1 Thrombopénie
4.3.2 Anémie
4.3.3 Numération leucocytaire anormale
5. LESIONS
5.1 Lésions hémorragiques
5.2 Lésions de plasmocytose
5.2.1 Foie
5.2.2 Rate
5.2.3 Reins
5.2.4 Vaisseaux
5.2.5 Nœuds lymphatiques
5.2.6 Cerveau
5.2.7 Poumons
5.3 Lésions médullaire
5.4 Autres lésions
6. DIAGNOSTIC
6.1 Diagnostic épidémiologique
6.2 Diagnostic clinique
6.3 Diagnostic expérimental
6.3.1 Diagnostic hématologique et biochimique
6.3.1.1 Bilan sanguin
6.3.1.2 Electrophorèse des protéines
6.3.2 Diagnostic cytologique
6.3.2.1 Recherche de morula
6.3.2.2 Recherche de corps d’inclusion
6.3.2.3 Mise en culture
6.3.3 Diagnostic sérologique
6.3.3.1 Immunofluorescence indirecte
6.3.3.2 ELISA
6.3.3.3 Immunomigration rapide
6.3.3.4 Immunotransfert : Western Blot
6.3.4 Diagnostic génétique
6.3.4.1 Objectif
6.3.4.2 Principe de la PCR
6.3.5 Diagnostic nécropsique
6.4 Diagnostic différentiel
7. PRONOSTIC
7.1 Phase aiguë
7.2 Phase chronique
8. TRAITEMENT
8.1 Traitement étiologique
8.1.1 Sensibilité d’E. canis aux antibiotiques in vitro
8.1.2 Traitement anti-infectieux des formes cliniques
8.1.2.1 Doxycycline
8.1.2.2 Tétracycline
8.1.2.3 Dipropionate d’imidocarbe
8.2 Traitements adjuvants
9. PROPHYLAXIE
9.1 Prophylaxie sanitaire
9.1.1 Mesures concernant les chiens porteurs ou suspects
9.1.2 Mesures concernant le vecteur
9.1.2.1 Transmission directe : Rhipicephalus sanguineus
9.1.2.2 Transmission indirecte
9.2 Prophylaxie médicale
DEUXIEME PARTIE : ETUDE EXPERIMENTALE D’UNE SOUCHE D’EHRLICHIA CANIS
1. INTRODUCTION
1.1 Objectifs généraux
1.2 Collaborations
1.3 Matériel et méthodes communs aux quatre études
1.3.1 Souche Borgo d’E. canis
1.3.1.2 Cas princeps
1.3.1.3 Prélèvement
1.3.1.4 Conservation
1.3.2 Animaux
2. ETUDE CLINIQUE
2.1 Objectifs
2.2 Matériel et méthodes
2.2.1 Protocole expérimental d’inoculation
2.2.2 Protocole expérimental de réinoculation
2.2.3 Protocole thérapeutique
2.2.4 Suivi clinique et biologique
2.3 Résultats
2.3.1 Ehrlichiose aiguë symptomatique traitée
2.3.1.1 Phase aiguë
2.3.1.2 Guérison clinique par traitement
2.3.2 Ehrlichiose fruste
2.3.3 Ehrlichioses aiguës bénignes passant à la chronicité
2.3.4 Ehrlichiose aiguë suite à une inoculation sous-cutanée
2.4 Discussion
2.4.1 Aspects cliniques
2.4.2 Sensibilité à la réinfection
2.4.3 Infection par inoculation expérimentale sous-cutanée
3. ETUDE DE LA REPONSE IMMUNE
3.1 Objectifs
3.2 Matériel et méthodes
3.2.1 Protocole de l’immunofluorescence indirecte ( IFI )
3.2.1.1 Préparation des lames d’antigène
3.2.1.2 Etape qualitative du dépistage
3.2.1.3 Etape quantitative de titrage
3.2.2 Test d’immunomigration rapide
3.3 Résultat
3.3.1 Analyse cinétique de la production d’anticorps
3.3.1.1 Cinétique des anticorps chez un sujet naïf avant et après traitement
3.3.1.2 Cinétique des anticorps chez des sujets séropositifs
3.3.1.3 Séroconversion chez un sujet naïf à forme fruste
3.3.2 Analyse du taux de lymphocyte
3.3.3 Comparaison de l’IFI et du test d’immunomigration rapide
3.3.4 Corrélation entre résultats sérologiques et manifestations cliniques
3.3.4.1 Cas d’ehrlichiose aiguë traitée
3.3.4.2 Cas d’ehrlichiose aiguë de sujets séropositifs
3.3.4.3 Cas d’ehrlichiose fruste
3.4 Discussion
3.4.1 Cinétique d’apparition des anticorps
3.4.2 Evaluation du test d’immunomigration rapide ( IMR )
4. ETUDE IN VITRO
4.1 Objectifs
4.2 Matériel et méthodes
4.2.1 Culture cellulaire
4.2.1.1 Equipement du laboratoire
4.2.1.2 Lignées cellulaires support de culture d’E. canis
4.2.1.3 Milieux de culture
4.2.1.4 Techniques de base en culture cellulaire
4.2.2 Isolement des Ehrlichia
4.2.2.1 Prélèvement de sang infecté
4.2.2.2 Séparation des monocytes
4.2.3 Infection des flasques supports
4.2.4 Mise en évidence de la phagocytose d’E. canis par les cellules
4.3 Résultats
4.4 Discussion
5.ETUDE MOLECULAIRE
5.1 Objectifs
5.2 Matériel et méthodes
5.2.1 Prélèvements
5.2.2 Extraction du matériel génétique
5.2.3 Amplification de l’ADN
5.2.3.1 Choix des amorces oligonucléotidiques
5.2.3.2 Protocoles de PCR
5.2.3.3 Détection des amplicons d’ADN
5.2.4 Séquençage de l’ADN
5.2.4.1 Choix des amorces
5.2.4.2 Purification de l’amplicon
5.2.4.3 Réaction de séquence
5.3 Résultats
5.3.1 Mise au point d’une PCR pour le dépistage de l’ehrlichiose canine
5.3.2 Dépistage par PCR appliqué à quatre d’ehrlichiose expérimentale
5.3.3 Détection d’E. canis par PCR sur tissus
5.3.4 Vérification de l’infection des cultures par PCR
5.3.5 Essai de séquençage partiel du gène ARNr 16S
5.4 Discussion
5.4.1 Sensibilité et spécificité de la PCR
5.4.2 Etude de la bactériémie
5.4.3 Application de la PCR aux tissus
5.4.4 Etude de la séquence partielle du gène ARNr 16S
CONCLUSION
ANNEXES
BIBLIOGRAPHIE

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