Etude epidemiologique de la filariose lymphatique (wuchereria bancrofti)

Les filarioses lymphatiques sont des affections parasitaires liées à la présence chez l’homme de vers nématodes appartenant à la famille des Onchocercidae et aux genres Wuchereria et Brugia. Selon l’OMS 120 millions de sujets sont infectés dont 44 millions souffrent de manifestations pathologiques. Au Sénégal, seul existe le genre Wuchereria. De par ses conséquences inesthétiques et fonctionnelles graves, mais aussi psychosociales, la filariose lymphatique peut constituer un problème pour les populations dont il convient d’évaluer l’importance en santé publique. Des prospections effectuées par le département de parasitologie en 1971 ont révélé un foyer de filariose lymphatique dans le secteur de Sandiara, département de Mbour. L’indice d’infestation était de 23,6%. Poursuivant les recherches tendant à délimiter ce foyer, la même équipe a prospecté les localités du littoral (petite côte) ; l’indice d’infestation trouvé était de 26,3%. Aucune étude tendant à évaluer l’endémie n’a fait suite à cette prospection, du fait d’abord qu’elle est loin d’être prioritaire dans un pays où sévissent d’autres grandes endémies telles que le paludisme et la bilharziose, ensuite qu’une microfilarémie asymptomatique est possible chez l’homme qui est le seul réservoir de virus et que parfois les statistiques sanitaires nationales sont peu fiables, car reposant en grande partie sur l’analyse de données fournies par les centres de santé, où dans la plupart, les examens parasitologiques ne permettent pas d’établir une cartographie de l’endémie.

Historique

– C’est à Paris en 1862 que le chirurgien Demarquay découvrit les microfilaires dans l’hydrocèle chyleuse d’un cubain.
– Lewis en 1862, découvre les microfilaires dans le sang.
– Wucherere en 1866 les retrouve au Brésil dans une Chylurie, mais ce n’est qu’en 1876, en Australie, que Bancroft isole l’adulte.
– P. Manson en 1877 montre la périodicité nocturne des larves du sang circulant et démontre le rôle vecteur du moustique. C’est une date importante puisque c’est celle de la première découverte d’une parasitose transmissible. Il a également le mérite de rattacher l’éléphantiasis arabum à cette helminthiase.
– Lichtenstein, à sumatra, en 1927 découvre une seconde espèce de filaire lymphatique, Brugia malayi.
– Bahr, en 1941, individualise la forme pacifique de la filaire de Bancroft (21, 23).
– Hewitt et coll. en 1947 mettent en évidence l’efficacité microfilaricide de la Diethylcarbamazine (DEC) sur Wuchereria bancrofti (34).
– Schacher en 1969 découvre une troisième espèce de filaire lymphatique Wuchereria lewesi.
– Enfin, ce n’est qu’en 1977 que Partono et collaborateurs. découvrent une autre espèce de filaire lymphatique Brugia timori dans quelques petites îles d’Indonésie (3, 20).

Epidémiologie

Agents Pathogènes 

Classification
Les filaires lymphatiques sont des nématodes vivipares appartenant :
– Au Phylum des nématodes (vers ronds)
– A l’ordre des Spirurida
– A la super famille Filaroïdea
– A la famille des Filariidea
– Sous famille des Onchocercinae
♦ Genre : Wuchereria
– Espèce : Wuchereria bancrofti
♦ Genre : Brugia
– Espèces :
Brugia malayi,
Brugia timori
Brugia pahangi .

Le genre Wuchereria comprend deux espèces : Wuchereria bancrofti (Cobbold 1877); Wuchereria lewesi (Schacher 1969). Wuchereria bancrofti a une répartition cosmotropicale, Wuchereria lewesi n’est observé qu’au Brésil. Dans l’espèce Wuchereria bancrofti, plusieurs variétés sont décrites. La forme typique avec une périodicité nocturne a la plus large répartition. La variété pacifica : subpériodique diurne est retrouvée dans le pacifique oriental.

Morphologie

Chez l’homme, Wuchereria bancrofti se présente à l’état adulte (mâle et femelle) et à l’état larvaire, sous sa forme microfilaire.

♦ Le parasite adulte :
Les filaires adultes, localisées dans les ganglions et les vaisseaux lymphatiques, sont souvent agglomérées en amas inextricables. Ce sont des vers blancs et filiformes. Les femelles mesurent 150 mm de long sur 0,25 mm de diamètre. Les mâles, plus courts et encore plus fins, mesurent environ 40 mm de long sur 0,1mm de diamètre. La vulve de la femelle est située vers la partie antérieure, et l’utérus contient dans sa partie supérieure, des œufs ovoïdes. L’extrémité postérieure du mâle est tire-bouchonnée (7).
♦ La microfilaire :
Les femelles émettent des embryons appelés microfilaires.
♦ En microscopie photonique  :
La microfilaire adopte le plan général des nématodes.
La microfilaire de Wuchereria bancrofti mesure 300 microns de long sur 8 microns de diamètre. Elle présente une extrémité antérieure arrondie et une extrémité postérieure effilée (30). Elle est entourée d’une gaine longue facilement colorable. Sous la gaine, de dehors en dedans, on observe la cuticule striée transversalement, l’hypoderme et la colonne nucléaire formée de noyaux somatiques arrondis bien séparés.

L’espace céphalique dépourvu de noyaux somatiques mesure environ 4 microns et les derniers noyaux sont subterminaux. A 60 μ de l’extrémité antérieure se trouve, l’anneau nerveux qui se présente comme un espace clair. Le corps interne mis en évidence par la coloration à l’azur II éosine apparaît comme une zone claire centrale. Au niveau de l’extrémité postérieure, on peut mettre en évidence la vésicule excrétrice, l’appareil anal formé de cellules dites R et la vésicule anale.

♦ En microscopie électronique  :
La gaine est composée de deux couches, une couche homogène opaque aux électrons surmontée d’une couche irrégulière. La cuticule est composée de deux couches denses opaques aux électrons séparées par une couche claire. La cuticule est constituée à plus de 80% de protéines de type collagène. Ces collagènes possèdent une composition unique, qu’on ne trouve pas ailleurs. Pour la première fois, Valérie Brünisholz a réussi à synthétiser un collagène cuticulaire recombinant à partir d’un gène isolé. Ce travail a permis de produire des anticorps spécifiques, de confirmer l’immunogénicité de collagènes cuticulaires et ainsi d’élargir les connaissances sur la cuticule. Une meilleure compréhension de la structure moléculaire de la surface du nématode est en effet indispensable pour mieux cerner comment le parasite s’y prend pour réussir son infestation (6). L’unité de la couche musculaire, la cellule myoépithéliale est composée de filaments de myosine et d’actine.

A la capsule buccale, fait suite le canal pharyngé. A la partie antérieure et caudale, on distingue des formations qui auraient un rôle sensoriel : les amphides et les phasmides. La vésicule excrétrice mesure 2 microns de diamètre. Elle est limitée dorsalement par une cellule contenant de nombreuses mitochondries. La vésicule anale mesure 3 microns de diamètre et 2 microns de profondeur et contient du matériel granulaire opaque aux électrons (30).

Biologie

Habitat
Les filaires adultes vivent dans le système lymphatique, les embryons ou microfilaires sont déversés dans le sang la nuit, et en disparaissent le jour, se réfugiant dans le système artériel profond.

Longévité
La longévité des adultes est très grande, classiquement 8 à 15ans. La durée de vie des microfilaires est en moyenne de 1 an.

Périodicité
Les microfilaires ne sont pas toujours présentes en nombre égal dans la circulation sanguine périphérique et dés 1877 Manson notait la périodicité nocturne des microfilaires de Wuchereria bancrofti (7). Actuellement on distingue les formes suivantes :

• Pour Wuchereria bancrofti
– La forme périodique nocturne : présence de microfilaires la nuit dans le sang périphérique et d’un nombre réduit ou nul le jour.
– La forme subpériodique diurne : présence de microfilaires de jour et de nuit mais le pic de la microfilarémie est diurne (var pacifica).
– La forme subpériodique nocturne : présence de microfilaire de jour et de nuit mais le pic de la microfilarémie est nocturne.
• Pour Brugia malayi
On note les mêmes formes de périodicité.

Table des matières

I. INTRODUCTION
II. RAPPEL
1. Historique
2. Epidémiologie
2.1. Agents pathogènes
2.1.1. Classification
2.1.2. Morphologie
2.1.3. Biologie
2.1.3.1. Habitat
2.1.3.2. Longévité
2.1.3.3. Périodicité
2.1.3.4. Cycle évolutif
2.1.3.4.1. Développement
2.1.3.5. Caractères culturaux
2.2. Réservoir de virus
2.3. Modalité de la transmission
2.4. Facteurs favorisants
2.4.1. Facteurs favorisant le maintien de l’endémie filarienne
2.4.1.1. Facteurs climatiques
2.4.1.2. Les collections d’eau
2.4.1.3. Comportement humain
2.4.2. Facteurs favorisant l’extension de l’endémie filarienne
2.5. Répartition géographique
2.6. Vecteurs
3. Symptomatologie
3.1. Amicrofilarémie asymptomatique
3.2. Microfilarémie asymptomatique
3.3. Manifestations cliniques
3.3.1. Formes classiques
3.3.1.1. Manifestations aiguës précoces
3.3.1.2. Manifestations chroniques tardives
3.3.2. Les formes allergiques
4. Diagnostic biologique
4.1. Diagnostic direct : argument de certitude
4.1.1. Recherche de la microfilarémie
4.1.1.1. Examen direct
4.1.1.2. Examen de sang après coloration
4.1.1.3. Recherche de microfilaire dans le sang veineux méthode de concentration
4.1.1.4. Test de provocation par le Diethylcarbamazine
4.1.2. Différenciation des espèces filariennes et de leurs stades de développement
4.2. Diagnostic indirect : arguments de présomption
4.2.1. Numération Formule Sanguine
4.2.2. Dosage des IgE
4.2.3. Tests cutanés
4.2.4. Diagnostic immunologique
4.2.5. Les réactions sérologiques
4.2.5.1. Réactions du fixation du complément et celle d’agglutination passive
4.2.5.2. Réactions de précipitation
4.2.5.3. Réactions d’immunofluorescence
5. Traitement
5.1. Médicaments antifilariens
5.1.1. Le Diethlycarbamazine (DEC) ou Notézine ®
5.1.2. L’Ivermectine (IVM)
5.1.3. Les autres traitements
Chapitre 6 : Prophylaxie
6.1. Prophylaxie collective : lutte antifilarienne
6.1.1. Principes généraux
6.1.2. Chimiothérapie de masse
6.1.2.1. Le traitement de masse
6.1.2.2. Traitement sélectif
6.1.3. Lutte anti vectorielle
6.1.4. Modification de l’environnement
6.2. Prophylaxie individuelle
TRAVAIL PERSONNEL
Chapitre 1 : cadre d’étude
1.1. Données administratives
1.2. Données biogéographiques
1.3. Ressources et activités économiques
1.4. Infrastructures générales
1.5. Infrastructure sanitaire et personnels de santé
Chapitre 2 : Méthodologie
2.1. Reconnaissance géographique-Sélection des villages
2.2. Choix des indicateurs
2.3. Population cible
2.4. Echantillonnage
2.4.1. Etude parasitologique
2.4.2. Etude entomologique
2.5.Collecte des données
2.5.1. Données de l’interrogatoire
2.5.2. Données cliniques
2.5.3. Collecte et examen de sang
2.5.3.1. Prélèvement et confection de la goutte épaisse
2.5.3.2. Coloration
2.5.4. Collecte des données entomologiques
2.5.4.1. Capture des moustiques
2.5.4.2. Dissections et observations
2.5.5. Saisie et analyse des données
Chapitre 3 : Résultats
3.1. Résultats parasitologiques
3.1.1. Epidémiologie descriptive
3.1.1.1. Structure de l’échantillon
3.1.1.2. Caractéristiques descriptives de l’échantillon
3.1.1.2.1. Répartition de la population d’étude en fonction de l’âge
3.1.1.2.2. Répartition de la population d’étude en fonction du sexe
3.1.1.2.3. Répartition de la population en fonction de la durée du séjour en zone d’endémie
3.1.1.2.4. Répartition de la population d’étude en fonction de la profession
3.1.1.3. Résultats des données parasitologiques
3.1.1.3.1. Prévalence globale
3.1.1.3.2. Distribution des porteurs de microfilaires en fonction de la localité
3.1.1.3.3. Distribution de sujets parasités en fonction de l’âge
3.1.1.3.4. Répartition en fonction du sexe
3.1.1.3.5. Distribution des porteurs de microfilaire en fonction du séjour en zone d’endémie
3.1.1.3.6. Distribution des sujets porteurs de microfilaires en fonction de la profession
3.1.1.4. Données cliniques
3.1.1.4.1. Connaissance de la symptomatologie
3.1.1.4.2. Typologie des symptômes
3.1.1.4.3. Porteurs de signes cliniques en fonction du sexe
3.1.2. Epidémiologie analytique
3.1.2.1. Analyse univariée
3.1.2.1.1. Age
3.1.2.1.2. Sexe
3.1.2.1.3. Durée du séjour en zone d’endémie
3.1.2.1.4. Profession
3.1.2.2. Analyse multivariée
3.2. Résultats entomologiques
Chapitre IV : Discussion
IV. CONCLUSIONS GENERALES
V. REFERENCES BIBLIOGRAPHIQUES

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