Soutenance mémoire
Les organismes vivants sont présents de l’atmosphère jusqu’à la limite inférieure du sol ; ils définissent ainsi la biosphère. Quant aux ressources énergétiques et les voies métaboliques elles sont très variées au sein du monde vivant. Ainsi, les propriétés du vivant ont pour conséquence le fait que, par mutations/sélections, la diversification des organismes est un processus ininterrompu. Si l’on tient compte des extinctions, les organismes vivants actuels ne correspondent qu’à une très faible proportion de l’ensemble des organismes ayant existé au cours de l’histoire du vivant (Guillaume & Le Guyader, 2001).
Les Arthropodes sont l’un des embranchements les plus importants du règne animal, avec plus d’un million d’espèces connues, dont les trois quarts sont des insectes (Dumon & Faugere, 1995). Ces derniers constituent plus de 50% de la diversité de la planète (Wilson, 1988) et prés de 60% de celle du règne animal (Pavan, 1986). Leur immense variété, leur extraordinaire prolificité, ainsi que leur taille réduite ont permis aux insectes de coloniser la plupart des milieux continentaux (Baudry, 1998). Ainsi l’importance de cette classe ne s’exprime pas seulement par le nombre d’espèces, mais aussi par son extension dans le monde.
Les drosophiles, insectes diptères brachycères sont répandus partout (Baudry, 1998). On y dénombre 38 genres, le genre Drosophila est de très loin le plus important et le plus vaste de la famille des Drosophilidae avec 1677 espèces selon Wheeler, 1986. Une multitude d’espèces qui ont chacune des caractéristiques bien particulières, dont un grand nombre a été décrit dans le monde et chaque mission sur le terrain rapporte plusieurs dizaines d’espèces nouvelles. Wheeler (1986) a pu aussi établir les grands traits de l’histoire évolutive de ce genre et distingue plusieurs grandes radiations. En effet, le groupe d’espèces Drosophila est apparu précocement, dés la radiation du sous-genre Sophophora, riche de 156 espèces selon Lemeunier et al., 1986 .
Drosophila melanogaster, l’espèce la mieux connue, l’une des mieux étudiées parmi tous les êtres vivants et la plus utilisée du genre Drosophila , a été décrite par Johann Wihelm Meigen en 1830, et c’est surtout grâce aux recherches conduites au début du vingtième siècle dans le laboratoire de Thomas Hunt Morgan et dont le mérite lui revient ainsi qu’aux chercheurs qui s’y intéressés les premiers (Gehring , 1999 ; Gilbert, 2004). En effet, un siècle de recherche qu’a permis d’accumuler une somme d’informations sans aucun équivalent parmi les organismes supérieurs, surtout dans les domaines de la génétique et de la biologie du développement (Tracqui & Demongeot, 2003). La drosophile doit son nom commun de mouche du vinaigre à son attirance pour les solutions légèrement acides ou alcoolisées, c’est pourquoi on trouve les drosophiles fréquemment dans les brasseries et sur les étalages de fruits dont elles pompent le jus. C’est une espèce cosmopolite (Baudry, 1998), mais il est probable qu’elle ne l’a pas toujours été, les études biogéographiques et phylogénétiques conduisent à penser que l’espèce en Afrique tropicale est originaire de la zone Ouest, limitée à l’Est par le grand Rift africain, d’où elle aurait colonisé ensuite la zone Est ( Lachaise et al., 1988), ainsi on la trouve dans tous les pays chauds et peut s’établir par migrations dans les pays tempérés, uniquement en été, cependant, il est possible qu’elle a été introduite en Europe et au Etats-Unis par le biais des importations de bananes (I.N.A.P.G, 1997).
Présentation du matériel biologique : Drosophila melanogaster
La drosophile s’est imposée au fil des dernières années comme un excellent modèle d’étude; c’est un organisme facile à élever, robuste, tolérant, peu encombrant; sur lequel un grand nombre de questions scientifiques peuvent être abordées.
On rencontre cette petite mouche sur les fruits mûrs ou sur d’autres matières humides ou en fermentation car les œufs, les larves et les pupes des drosophiles se développent dans ces milieux (Fig. 1). C’est un insecte hygrophile qui vit dans les lieux humides et lucicole aime la lumière (Baudry, 1998 ; Joly, 2006) ; de plus c’est un animal prolifique, une femelle peut pondre de 200 à 300 œufs (Goudey-Perrière & Perrière, 1974). En tant qu’holométabole, son développement est indirect, ce qui signifie qu’elle subit une métamorphose complète au cours du stade nymphal, de telle manière que l’œuf éclot en une larve qui a une structure assez différente de l’adulte (Slack, 2004 ; Gilbert, 1996).
Sa reproduction est très rapide; Au laboratoire, elle se reproduit toute l’année, sans interruption, avec une nouvelle génération tous les 12 jours à une température de 25 °C et on obtient en moyenne 25 génération par an, (Griffiths et al., 2002 ; Tavernier & Lizeaux, 2002) en comparaison, l’homme donne une génération tous les 25 ans (Joly et al., 2003). Il est donc très facile de conserver sous forme de stocks des individus qui proviennent soit de lignées sauvages qui sont prélevées directement dans la nature, soit de lignées mutantes sélectionnées au laboratoire à partir des souches sauvages ou induites.
La drosophile présente un dimorphisme sexuel avec des mâles un peu plus petits que les femelles et dont la partie arrière de leur corps est plus foncée (Fig. 2). Cet insecte suit le type de reproduction des hexapodes qui est le plus souvent de type sexuée (Heusser & Dupuy, 2004). Disposant d’une taille minuscule, ce moucheron de 3 à 4 mm de long se reconnaît facilement à son corps jaune et brunâtre, relativement massif, avec des anneaux transversaux noirs au travers de l’abdomen.
Élevage de masse
La drosophile est à l’heure actuelle l’organisme complexe le plus étudié. Ceci est en partie lié au fait que cette mouche a longtemps été le seul organisme transformable au laboratoire, mais aussi aux facilités d’élevage liées à son cycle biologique. Pour la bonne conduite de notre élevage de drosophiles et dans les conditions semi contrôlées de laboratoire, nous avons établi le protocole expérimental suivant.
Constitution des stocks
La première étape essentielle pour entreprendre un élevage de drosophiles est la constitution de stocks. Pour l’élevage de masse initiale, des fruits mûrs (principalement des pommes) ont été coupés en petits morceaux et mis dans des boites en plastiques pour accélérer la fermentation (Fig. 9). Dès que les fruits se décomposent, on remarque de petits asticots qui se déplacent sur le milieu, ils représentent des larves du premier stade. Ces derniers sont aussitôt déplacés sur d’autres milieux préparés au laboratoire.
Après quelques jours, de ces larves émergerons des mouches de type sauvage représentant la souche d’Annaba, celle-ci sera utilisée dans la quasi totalité des expériences, et est la plus représentative possible de la « Drosophile normale ». On a utilisé également la souche de drosophile sauvage capturée à Dijon – France, nommée souche de Dijon 2000 ; ainsi que le type Canton-S qui est utilisé comme référence dans l’identification de Drosophila melanogaster. L’élevage des Drosophiles nécessite des conditions favorables du milieu et repose sur un contrôle quotidien des facteurs environnementaux. Le suivi du développement et les divers expériences réalisées sur les drosophiles ont été menées dans une pièce chauffée. D’autres paramètres très importants pour la survie des mouches tout au long de l’élevage, le premier réside dans la structure de la « chambre de vol » et le second dans le nombre d’individus par tube. Aussi la conduite de la reproduction est primordiale en élevage de drosophiles car elle conditionne pour une grande partie sa réussite. De plus, la conduite, le maintient et le bon fonctionnement de l’élevage sont basées sur différentes manipulations qu’il faut effectuer régulièrement afin d’obtenir le matériel nécessaire aux différentes expériences réalisées. En effet, toutes les deux semaines, un renouvellement de stock est indispensable et un repiquage est établi tout les 7 à 8 jours.
Milieux d’élevage
Le milieu d’élevage assure la nutrition des insectes et constitue un support sur lequel sont pondus les œufs et où se développent les larves. Il existe plusieurs formes de substrats dont la composition est liée au type d’expériences qui seront conduites. On a utilisé deux types de milieux, le premier est naturel et le second est artificiel (Fig. 10).
Le substrat naturel est une recette préparée à froid composé principalement de fruits. Pour une quantité de trois récipients, on écrase une banane et une pomme, on mixe le tout et on ajoute trois cuillères à café de vinaigre de vin et un yaourt nature, ensuite on rend le milieu homogène en ajoutant progressivement des flocons de purée pour obtenir à la fin, un mélange sous la forme d’une pâte qui s’étale au fond d’un récipient, qu’on peut conserver si besoin au réfrigérateur pour une durée d’un mois. Le substrat artificiel est un milieu gélosé à base de farine de maïs et de levure de bière. Pour un litre de milieu de culture, on délaye dans une casserole 80 à 100 g de semoule de maïs avec un peu d’eau, on ajoute 80 g de levure et 16 g de l’agar agar en agitant sans arrêt pour ne pas accrocher au fond de la casserole. On Complète à 1 litre d’eau distillée puis le mélange est porté à ébullition pendant 1 à 2 minutes et on cesse de chauffer. On Laisse refroidir quelques minutes en rajoutant 50 ml de l’antifongique (une solution d’acide benzoïque dans de l’éthanol à 70 %). Ce milieu est gardé au réfrigérateur pendant environ un ou deux mois. La nature du substrat utilisé, été choisie selon les différents usages, on tenant compte du type et la durée de l’expérience. La mise en œuvre du milieu d’élevage est réalisé en répartissant à chaud le substrat dans des récipients prévus pour l’élevage, des erlenmeyers de 250 ml ou n’importe quel autre flacon mais il est important qu’il soit rétrécissant progressivement de la base au sommet, cette forme est adaptée à la nécessité de collecter les différents individus de drosophiles plus facilement .
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Table des matières
1. Introduction
2. Matériel et Méthodes
2.1. Présentation du matériel biologique: Drosophila melanogaster
2.2. Elevage de masse
2.2.1. Constitution des stocks
2.2.2. Milieux d’élevage
2.3. Identification de la souche sauvage de drosophile d’Annaba
2.4 Etude du cycle de développement de D. melanogaster dans les conditions de laboratoire
2.5 Etude biométrique des différents stades de développement de D. melanogaster
2.6 Traitement insecticide
2.6.1 Présentation des insecticides utilisés
2.6.2 Préparation des doses utilisées et traitement
2.7. Etude du comportement sexuel chez D. melanogaster
2.7.1. Elevage des adultes isolés de D. melanogaster
2.7.2. Description des différentes séquences du comportement sexuel chez D. melanogaster
2.7.3. Etude comportementale de D. melanogaster traitée aux insecticides
2.8. Analyse statistique
3. Résultats
3.1. Etude systématique
3.1.1. Identification de la souche sauvage de drosophile prélevée à Annaba
3.1.2. Etude des croisements entre différentes souches de drosophiles
3.2. Etude de cycle de développement de D. melanogaster dans les conditions semi-contrôlées de laboratoire
3.2.1 Durée de vie des différents stades de développement de D. melanogaster
3.2.2. Potentiel reproducteur des femelles de D. melanogaster
3.3. Biométrie des différents stades de développement de D. melanogaster
3.3.1. Mensuration des différents stades larvaires
3.4. Traitement insecticides
3.4.1. Effet du Saponine sur les larves du troisième stade de D. melanogaster
3.4.2. Effet insecticide du Spinosad sur D. melanogaster
3.4.3. Effet direct de l’Azadiractine sur D. melanogaster
3.5. Comportement sexuel de D. melanogaser
3.5.1. Description des différentes séquences comportementales
3.5.2. Durée des différentes séquences comportementales de D. melanogaster
3.5.3. Effet du Spinosad sur le comportement sexuel de D. melanogaster
3.5.4. Effet de l’Azadiractine sur le comportement sexuel de D. melanogaster
4. Discussion
4.1. Etude systématique
4.2. Etude du cycle de développement de D. melanogaster
4.3. Le traitement
4.4. Comportement sexuel
5. Conclusion
