Soutenance mémoire
Pendant longtemps les hommes se sont peu préoccupés de leur milieu naturel, s’ingérant dans la nature et usant d’elle sans compter, aménageant à tour de bras et rejetant largement effluents et déchets industriels, domestiques et agricoles dont la diversité et la quantité ne cesse de s’amplifier avec une urbanisation en croissance exponentielle. Le constat est aujourd’hui plus inquiétant, des régions entières sont dévastées et nombre de cours d’eau, lacs et nappes souterraines sont altérés de par le monde : une pollution que la nature a du mal à résorber.
L’utilisation abusive en agriculture intensive, des engrais chimiques et des pesticides est à l’origine de la situation dramatique des écosystèmes aquatiques particulièrement. Les substances évacuées dans les eaux usées par les industries, émises dans l’atmosphère ou répandues sur les sols sous forme de gaz, de substances dissoutes ou de particules, finissent pour la plupart par rejoindre les milieux aquatiques où elles ont tendance à s’accumuler en mince couche à la surface de l’eau. La fugacité, le maintien et la permanence à des concentrations diverses des molécules toxiques sont fonction de la rémanence du produit (Hurtig, 1972). Ces états peuvent provoquer dans le temps des fluctuations plus ou moins grandes des caractères physico-chimiques de l’eau, élément dont dépendent d’une façon extrêmement étroite les êtres vivants à respiration aquatique (Arrignon, 1998).
Ces composés ingérés par les organismes marins vont s’accumuler dans les différents tissus du consommateur (fois, os, graisse, muscles), entraînant en plus des différents troubles graves, la mort de l’individu et une bioaccumulation tout au long de la chaîne alimentaire. Ainsi, les travaux de Buet et al., (1998, 2001) ; Roche et al., (2000, 2001),ont mis en évidence chez les poissons, la présence de concentrations notables d’insecticides organochlorés (O.C.), d’Hydrocarbures Aromatiques Polycycliques (H.A.P.) et de ChloroBiphényls (P.C.B.). L’exposition répétée à la présence de certains polluants ou leur bioaccumulation peut avoir des conséquences sur la croissance, le développement et la reproduction des organismes marins. Cette situation résulte du fait que des composés chimiques qualifiés de perturbateurs endocriniens (Tiler et al., 1999, Lyons, 1999) dont les carbamates, peuvent se fixer sur les récepteurs d’hormones dans la cellule et se comporter comme des hormones à activité œstrogène ou antiandrogène.
Présentation du matériel biologique
Intérêt de l’espèce
Originaire des pays d’Amérique du Sud, Gambusia affinis est un petit poisson vivipare acclimaté en Algérie en 1928 pour servir dans la lutte biologique contre la prolifération des moustiques notamment les larves d’anophèles responsables du paludisme (O.M.S., 1977). Le choix de cette espèce comme matériel biologique utilisé dans cette étude est motivé par :
– Son abondance dans les ruisseaux et les étangs de la région d’Annaba.
– Sa facilité d’élevage dans des aquariums grâce ses capacités (robustesse et rusticité) qui lui permettent de survivre et de s’adapter aux changements de pH et de température.
Position systématique
Embranchement : Chordata
Classe : Actinopterygii
Sous classe : Neopterygii
Super ordre : Acanthopterygii (Téléostéens)
Ordre : Cyprinodontiformes
Famille : Poeciliidae
Genre : Gambusia
Espèce : affinis (Baird et Girard, 1853)
Morphologie de l’espèce
Gambusia affinis (Fig.1), est un poisson appartenant à la grande famille des Poecilidés, comprenant dans le monde 30 genres et 293 espèces (Nelson, 1994). C’est un vivipare de petite taille variant de 2 à 6 cm, de couleur grise à bleuâtre, dos vert olive, flancs irisés et ventre blanc, la livrée est plus brillante chez le mâle que chez la femelle, la bouche dirigée vers le haut pour la capture des larves et des insectes dérivant à la surface de l’eau.
Gambusia affinis présente un dimorphisme sexuel se manifestant par une différence de taille très nette à l’état mature. La femelle peut atteindre jusqu’à 6 cm, son corps est trapu avec une tache sombre plus au moins étendue se trouvant du coté de la nageoire anale (Fig.2a), elle est plus nette au moment de la gestation et marque l’emplacement de l’ovaire unique qui est formé par les yeux des alevins qui transparaissent à travers la paroi ventrale (Pivincka et Cerny, 1996). Sa nageoire anale est ronde et transparente. Le mâle en revanche, à l’état de maturité est plus petit, il ne dépasse pas les 3,5 cm (Bentj et Dahalstrom, 1991), le corps allongé légèrement comprimé, les rayons de la nageoire anale forment une gouttière qui est l’organe copulateur dit gonopode (Fig.2b) assurant la fécondation interne des femelles grâce à des muscles associés permettant une grande mobilité (Jaques Bruslé et al., 2002).
Comportement et reproduction
Gambusia affinis est une espèce diurne qui fait appel à ses capacités visuelles pour son alimentation, sa sélection sexuelle et son évitement des prédateurs (Bruslé, 2001).
Extrêmement vorace elle consomme des crustacés, peut être prédatrice de ses alevins mais ce sont les larves des moustiques présentes à la surface de l’eau qui représentent son alimentation préférée (Sheldon et Meffe, 1993) d’où son nom mosquitofish.
Son cycle biologique (Fig.3) et ses diverses activités sont sous contrôle thermique. La température optimale se situe à 25C° (Swanson et al., 1966). Après maturation des jeunes alevins, les femelles sont fécondées. Leur période de fécondation s’étale du mois de mars à septembre et leur fécondité tend à augmenter avec la taille mais diminue avec l’age (Swanson et al., 1966). Elles peuvent faire 4 à 5 gestations sans nouvelle insémination et ceci grâce à la chambre ovarienne qui se trouve au centre de l’ovaire et des replis qui assurent la longue survie des spermatozoïdes. La durée de ses cycles de gestations varie de 25 à 35 jours (Drardja-Beldi, 1993) ; celle du premier cycle dure plus longtemps (Tunner, 1937), elle est d’environ 35 jours selon Dreze et al., 1998). Au moment de la gestation l’ovaire est plein d’alevins de taille homogène. Ces derniers quittent leur mère l’un après l’autre à des temps différents, alors que l’ovaire contient d’autres ovocytes déjà matures de la génération suivante (Chambole, 1973).
Ecologie
Gambusia affinis est un petit poisson originaire de l’Est et du Sud des Etats-Unis. Compte tenu de sa robustesse, sa rusticité et sa facilité d’élevage il est très apprécié en aquariophilie.
On le trouve en abondance dans divers plans d’eau (Lac, Oued,…) et plus précisément dans les petits fonds et les ruisseaux (Drardja-Beldi, 1993). Son biotope est très intéressant car il est assez atypique pour cette espèce qui, dans son aire d’origine affectionne particulièrement les étangs d’eaux calmes, ensoleillées, de faible profondeur et de forte densité de végétation où elle se reproduit (Garcia-Berthou, 1993).
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Table des matières
I. Introduction
II. Matériel et Méthodes
1. Présentation du matériel biologique
1.1. Intérêt de l’espèce
1.2. Position systématique
1.3. Morphologie de l’espèce
1.4 Comportement et reproduction
1.5 Ecologie
2. Présentation du xénobiotique
2.1 Caractéristiques physicochimiques
2.2 Intérêt de la molécule
3. Enceinte d’élevage
4. Collecte des poissons
5.Dispositf expérimental et mode de traitement
5.1 Dispositif expérimental
5.2 Mode de traitement
6. Pesée et mensuration biométrique
7. Dissection et prélèvement des organes
8. Dosage des biomarqueurs
8.1. Préparation des prélèvements et de l’homogénat
8.2. Dosage des protéines
8.3. Dosage de glutathion (GSH)
8.3.1. Principe
8.3.2. Mode opératoire
8.3.3. Calcul de la concentration
8.4. Dosage de glutathion S transférase (GST)
8.4.1. Principe
8.4.2. Mode opératoire
8.4.3. Calcul de l’activité de la GST
8.5. Dosage de la catalase (CAT)
8.5.1. Principe
8.5.2. Mode opératoire
8.5.3. Calcul de l’activité de la CAT
8.6. Dosage de l’acétylcholinestérase (AchE)
8.6.1. Principe
8.6.2. Mode opératoire
8.6.3. Calcul de l’activité de l’AchE
9. Etude histologique des ovaires
9.1 Fixation du matériel
9.2. Déshydratation
9.3. Inclusion
9.4. Coupe et coloration
10. Etude du comportement de la nage
10.1 Mesure comportementale
10.2 Mesure neurochimique
11. Analyse statistique
III. Résultats
1. Effets sur la concentration des protéines hépatopancréatiques
1.1 Réalisation de la courbe d’étalonnage
1.2 Dosage des protéines hépatopancréatiques
2. Effet du carbofuran sur la variation des biomarqueurs chez les femelles
2.1. Effets sur la teneur du GSH hépatopancréatique
2.2. Effet du Carbofuran sur l’activité de la GST dans l’hépatopancréas
2.3. Effet du Carbofuran sur l’activité de la CAT dans l’hépatopancréas
2.4. Effet du Carbofuran sur l’activité de l’AchE cérébrale
3.Effet du carbofuran sur la croissance des alevins
4. Analyse des biomarqueurs chez les alevins
4.1. Variation de la teneur en GSH
4.2 Variation de l’activité de la GST
4.3. Variation de l’activité de la catalase
5. Analyse histologique des ovaires
6. Effet du carbofuran sur le comportement de la nage des femelles
6.1. Réponse comportementale au carbofuran
6.2. Effet neurochimique du carbofuran
IV. Discussion
V. Conclusion et perspectives
VI. Résumés
