Soutenance mémoire
La transplantation pulmonaire (TP) constitue une option thérapeutique désormais reconnue et bien définie pour certains patients très sélectionnés ayant une insuffisance respiratoire chronique au stade terminal de leur évolution (1). Si l’on assiste à une amélioration régulière des résultats de la greffe pulmonaire au cours des deux dernières décennies, les résultats sont toujours limités notamment par la survenue de phénomènes de rejets (2). Le contrôle de l’immunité est l’un des éléments clefs dans le devenir des greffons. Les cibles du rejet sont les antigènes des leucocytes humains (qui sont le complexe Majeur d’Histocompatibilité (CMH)), véritable signature génétique de l’individu. Celui-ci est exprimé à la surface de pratiquement toutes les cellules de l’organisme (CMH I présent sur toutes les cellules nucléées, et CMH II présent plus spécifiquement sur les cellules B, sur les cellules présentatrices d’antigènes et sur les cellules récemment activées). De ce fait, chaque greffon pulmonaire est reconnu par le système immunitaire comme étranger, ce qui entraine la mise en place des défenses immunitaires du receveur (3). Celles-ci ne peuvent être complétement minorées au moment du choix du greffon du fait de l’impossibilité d’obtenir la compatibilité HLA parfaite entre donneur et receveur. Il est maintenant bien connu que l’incidence du rejet aigu cellulaire (RAC) augmente avec le nombre d’antigènes du système HLA non appariés et que ce dernier prédit la mortalité à 1, 3 et 5 ans post-greffe (4). Malgré les progrès récents, notamment liés à une optimisation du traitement immunosuppresseur d’une part et à une meilleur maîtrise des compatibilités HLA d’autre part, il existe toujours un nombre important de rejets aigus d’allogreffes, avec une incidence décrite autour de 30% des greffés pulmonaires la première année, qui peuvent conditionner la survie des greffons à court et à long termes (3,5).
La survie à long terme après une greffe pulmonaire est limitée par la dysfonction chronique du greffon (CLAD), pour lequel nous avons peu de traitement efficace. Un des facteurs de risque de développer un CLAD est le RAC (6). Même un seul épisode de RAC de grade non élevé a montré un risque indépendant de développement un CLAD (7).
Le RAC est une attaque du système immunitaire de l’hôte contre le greffon qui le reconnaît comme étranger. Afin d’empêcher ce mécanisme de défense, le traitement immunosuppresseur cible essentiellement les lymphocytes car ce sont les piliers principaux de l’immunité adaptative. Les cellules présentatrices d’antigènes activent les lymphocytes qui à leurs tours stimulent de nombreuses cellules impliquées dans la reconnaissance du greffon, la cytotoxicité et l’apoptose des cellules cibles (du greffon). De nombreuses populations de globules blanc sont ainsi impliquées dans le RAC.
Une association entre les lymphocytes sanguins et le RAC a été mise en évidence en greffe pulmonaire principalement entre le 1er mois et le 6eme mois post-greffe (8,9). En revanche, aucune étude n’a mis en évidence un lien lors du premier mois pour les lymphocytes. De plus des associations ont également été suspectées entre les basophiles et les éosinophiles mais par des études anciennes et de très faibles effectifs (10).
Le RAC est un diagnostic difficile nécessitant une biopsie trans-bronchique (BTB) qui est un examen invasif et non dénué de risque (pneumothorax, hémoptysies) (11,12). Il est caractérisé par un infiltrat en couronne de cellules mononuclées (essentiellement des lymphocytes) péri-vasculaire et interstitielle lors de l’analyse histologique (13). Cependant, malgré le caractère invasif et les complications potentielles, la biopsie reste la méthode de référence pour le diagnostic du RAC car aucun marqueur sérique n’a été prouvé suffisamment spécifique jusqu’à présent. De manière systématique, nous pratiquons dans notre centre une BTB à 1 mois post-greffe pour ne pas méconnaître un rejet aigu silencieux débutant en raison de l’incidence élevée au cours de cette période.
PATIENTS ET METHODES
POPULATION ETUDIEE
Il s’agit d’une étude rétrospective monocentrique (Équipe de transplantation pulmonaire du CHU de Marseille, APHM, Hôpital Nord, Aix Marseille Université, France) portant sur des patients ayant bénéficié d’une transplantation pulmonaire entre Janvier 2013 et Septembre 2017. Tous les patients étudiés étaient par ailleurs inclus dans la cohorte de suivi nationale multicentrique (COLT) (Cohort On Lung Transplantation) à laquelle participent tous les centres de TP autorisés sur le territoire français (11 centres) et avaient signé avant la greffe un consentement de participation aux travaux de recherche par un comité national de protection de personnes (N° d’enregistrement : 2009 A00036 51). Notre étude a porté seulement sur les patients transplantés et suivis par notre équipe au CHU de Marseille, pour lesquels une BTB à un mois post-greffe a été réalisée afin d’évaluer le risque de rejet aigu cellulaire selon les recommandations (13). Les patients ayant bénéficié d’une regreffe ou décédés avant l’obtention d’une BTB étaient exclus, ainsi que ceux ayant uniquement des BTB non représentatives (pas assez de parenchyme pulmonaire analysable).
SCHEMA DE L’IMMUNOSUPPRESSION ET GESTION PREVENTIVE DES ANTI-INFECTIEUX ET DU RISQUE DE REJET
Tous les patients inclus dans l’étude ont bénéficié du même protocole de prise en charge dans le cadre de leur suivi de greffe du centre de Marseille. Le traitement immunosuppresseur d’induction comportait de la methylprednisolone (15 mg/kg au bloc opératoire en per-greffe, 6 mg/kg/j le premier jour, puis 2 mg/kg/j à J2 et J3, suivi par 1 mg/kg/j jusqu’ à J8 et d’une décroissance progressive pour arriver à 0,5 mg/kg à J30), associé en l’absence de contre-indication (thrombopénie ou choc hémorragique), à des Globulines Anti-Thymocytes (ATG) de lapin (Institut Pasteur Mérieux, Lyon, France) à 1,5 mg/kg/j de J1 à J3. Un traitement par ciclosporine par voie intraveineuse continue était débuté dès J1 (avec un taux cible sérique à l’équilibre entre 250 et 350 ng/mL). Un relais par tacrolimus per os était réalisé dès que la prise orale était possible avec un objectif de taux résiduel entre 12 et 15 ng/mL. Le traitement immunosuppresseur de maintenance reposait sur une association de tacrolimus, mycophénolate mofetil et de corticoïdes avec une décroissance progressive pour un sevrage complet à 1 an post greffe. Les traitements prophylactiques et préemptif anti-infectieux (antibactérien, antiviral et antifongique) suivait également les protocoles de l’équipe et étaient adaptés au statut infectieux de chaque receveur et du donneur au moment du prélèvement. Une prophylaxie antibiotique post-greffe immédiat était réalisée à minima par Ceftriaxone ou adaptée aux colonisations bronchiques antérieures. La durée de la prophylaxie était de 14 jours chez les patients atteints de mucoviscidose et de 7 jours pour les autres. Une prophylaxie préemptive anti-Cytomégalovirus (CMV) était réalisée par Gangiclovir en intraveineux relayée par Valganciclovir orale dès que possible, pour 3 mois en cas de mismatch à haut risque (donneur séropositif/ receveur séronégatif) et de 14 jours pour les autres. Des nébulisations bi-quotidiennes d’Amphotericine-B était réalisées chez tous pour la prophylaxie antifongique. Les patients colonisés en pre-greffe par l’Aspergillus bénéficiés d’un traitement systémique par Voriconazole pour 3 mois. Les réactivations à CMV étaient définies comme l’association d’une PCR sanguine positive (supérieure à 500 copies/mL) associée à une antigénémie pp65 positive (au moins 1 cellule pour 200 000) et étaient traitées par Ganciclovir IV ou Valganciclovir orale jusqu’à 2 PCR négatives.
Le suivi par des explorations fonctionnelles respiratoires (EFR) était réalisé régulièrement par l’équipe médicale de greffe selon les recommandations de l’American Thoracic Society (ATS) et de l’European Respiratory Society (ERS) (14). Ce suivi était fait de façon systématique lors de chaque visite (mensuelle), lors d’une diminution des valeurs spirométriques contrôlées à domicile et télétransmises par Internet (Spirotel®) (15) ou enfin lorsque la clinique l’imposait avec l’apparition d’une symptomatologie respiratoire (dyspnée, fièvre, toux, expectorations). En présence d’une chute du volume expiratoire maximal par seconde (VEMS) au Spirotel ® de plus de 10% de la valeur de base sur 2 jours consécutifs, une documentation était systématiquement programmée dans le centre de greffe avec : un contrôle des EFR, une imagerie thoracique (radiographie standard ou tomodensitométrie selon le contexte et les antériorités), et le plus souvent une fibroscopie bronchique (évaluation des sutures bronchiques selon la classification MDS reconnue des complications (16)), avec lavage broncho-alvéolaire (LBA) et BTB. Une infection respiratoire basse était définie par la mise en évidence d’une documentation bactérienne, fongique ou virale par examen des expectorations, de l’aspiration bronchique, du LBA ou des hémocultures, ou par détection d’ADN (réactions en chaînes par polymérase (PCR)) associée à un syndrome inflammatoire biologique, une symptomatologie clinique et une imagerie radiologique pulmonaire compatible. En cas d’infection documentée, un traitement adapté était réalisé pour une durée adaptée à l’évolution, à l’efficacité et à la tolérance. La réalisation d’une fibroscopie avec BTB étaient systématique à la 4ème semaine postgreffe afin de ne pas méconnaitre un RAC initial. D’autre part, elle était envisagée dans le suivi en cas de perte de fonction respiratoire, définie comme une diminution significative du VEMS aux EFR par rapport au meilleur VEMS après exclusion des autres causes (infections, insuffisance cardiaque, embolie pulmonaire…). La présence d’un RAC était définie selon la classification de l’International Society of Heart and Lung Transplantation (ISHLT) comme des anomalies histologiques tissulaires mises en évidence sur une BTB (13), et entraînait un traitement par bolus IV de méthylprednisolone de 3 à 5 mg/kg/j pendant 3 jours suivi d’une décroissance progressive.
DONNEES RECUEILLIES
Les données cliniques concernant les caractéristiques du donneur et du receveur, les conditions post-opératoires précoces et les complications aux longs cours ont été recueillies dans le dossier personnalisé de chaque patient.
Les données biologiques issu d’échantillons de sang réalisés juste avant la TP (J0), et tous les prélèvements fait en post-greffe dans le CHU de Marseille étaient envoyés au laboratoire d’hématologie biologique (APHM, CHU Hôpital Nord, Aix Marseille Université, France) pour analyse de la NFS (ADVIA hematology analyzer, Bayer, Leverkusen, Germany). L’analyse des SPLy (immunophénotypage) à partir d’échantillons de sang était réalisée dans les laboratoires d’Immunologie et d’Hématologie de la Conception. Dans le protocole de notre centre, les SPLy étaient systématiquement évaluées une fois par semaine lors du premier séjour d’hospitalisation post-greffe et lors de chaque visite ambulatoire par la suite. Pour l’immuno-phénotypage des SPLy, les leucocytes et lymphocytes totaux étaient obtenus à partir des rapports de laboratoire. Les sous-populations de lymphocytes ont été caractérisées et calculées en pourcentage des lymphocytes totaux par cytométrie en flux selon les marquages suivant : lymphocytes T (CD3+), lymphocytes B (CD19+), lymphocytes B activés (CD19+/CD5+), cellules NK (CD3-/CD16+/CD56+) et lymphocytes T-NK (CD3+/CD16+/CD56+). Les phénotypages ont été réalisées à partir du sang total (50 µL). Les tubes ont été préparés avec le système COULTER® TQPrep (Beckman Coulter, Marseille, France), qui comprend une lyse des globules rouges. Le sang total était préparé avec 10 µL de chaque anticorps (Beckman Coulter) pendant 15 min. La quantification des SPLy a été réalisée avec un cytomètre de flux Navios (Beckman Coulter), et les données analysées directement sur le logiciel d’acquisition.
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Table des matières
I. ABREVIATIONS
II. TABLE DES ILLUSTRATIONS
III. TABLE DES TABLEAUX
IV. INTRODUCTION
V. PATIENTS ET METHODES
1. POPULATION ETUDIEE
2. SCHEMA DE L’IMMUNOSUPPRESSION ET GESTION PREVENTIVE DES ANTI-INFECTIEUX ET DU RISQUE DE REJET
3. DONNEES RECUEILLIES
4. ANALYSE STATISTIQUE
VI. RESULTATS
VII. DISCUSSION
VIII. CONCLUSION
IX. BIBLIOGRAPHIE
