Etude bibliographique sur O. niloticus

La production aquacole mondiale a considérablement augmenté au cours des 50 dernières années. De moins d’un million de tonnes au début des années 50, elle est passée à 45,5 millions de tonnes en 2004 (FAO, 2004). Aujourd’hui, 43 % des poissons livrés sur le marché mondial proviennent de l’élevage. Ils ne représentaient que 9 % en 1980 (FAO, 2006). L’Afrique subsaharienne continue d’occuper une place mineure 0,16 % en dépit de son potentiel naturel (Balarin 1979). Au Gabon, Après plus d’un demi-siècle, malgré d’immenses potentialités naturelles, des complexes fluvio-lacustres et des conditions climatiques locales favorables, la pisciculture n’a pas encore atteint une dimension économique viable (Robert, 2008).

Tilapia nilotica, est un poisson largement répandu à Madagascar, en l’occurrence dans les régions des hautes terres centrales. Elle peut être obtenue par différentes activités de pêche et d’élevage, dans une petite mare d’eau pour les besoins de la famille et dans les étangs pour pouvoir en tirer une activité accessoire productrice de revenus, voire même une source exclusive de revenus. Elle est l’espèce piscicole la plus performante (Rakotovao, 2004).

De part de la diminution de la production de la pêche dans les eaux intérieures à Madagascar, le ministère de tutelle a avancé dans son Plan Directeur 2004-2007 (Kasprzyk et al, 2003) le développement de la pisciculture en eau douce, en particuliers les espèces de Tilapia. Aussi nombreux organismes et opérateurs privés se sont joints au ministère de tutelle pour la réalisation effective du programme. Parmi les opérateurs privés intéressés figure le centre MILASOA qui a comme objectif la production d’alevins de carpe et de Tilapia pour les pisciculteurs ruraux.

HISTORIQUE

La pratique de la pisciculture est probablement l’élevage aquacole le plus ancien. Depuis environ 2500 ans avant Jésus-Christ, les Chinois pratiquaient la carpiculture. Ils ont ainsi « créé » le fameux poisson rouge étranges et colorées bien connus élevés dans des bocaux ou des aquariums (Kiener, 1963). En Europe, la pisciculture a été introduite par des moines au Moyen Age (Lacroix, 2004). En Amérique du Nord, la pratique piscicole s’est développée au début du vingtième siècle. En Afrique, c’est après la seconde guerre mondiale que des tentatives ont été faites pour l’introduire et la développer (Mievis, 1986). Le premier objectif de la pisciculture est d’améliorer la nutrition et les conditions de vie des populations rurales. Elle est devenue aujourd’hui plus qu’une activité commerciale (Copin, 1988).

Historiquement, le développement de la pisciculture en eau douce s’est fait au cours des dernières cinquante années selon quatre phases bien marquées:
– la phase coloniale dominée par des introductions successives d’espèces nouvelles;
– la phase de recherche de solutions adéquates pour le développement économique rapide du pays à travers les « contraintes administratives imposées et concrétisées » par la délivrance d’autorisations de défrichement ou de coupe de bois contre la construction d’étangs piscicoles ;
– la phase des grands projets piscicoles des trois dernières décennies. Le désengagement progressif de l’Etat dans les activités de production (notamment des alevins) et de la gestion des stations piscicoles étatiques (contrats de gérance entre l’administration concernée et des associations de pisciculteurs); mise en place progressive de paysans producteurs d’alevins en milieu rural ;
– la phase de promotion de l’aquaculture commerciale tournée vers le marché et basée sur le développement de nouvelles technologies et d’élevage de nouvelles espèces (FAO, 2005).

En Amérique Latine, et dans tout le Proche-Orient, elle est pratiquement à ses débuts, à l’exception d’Israël où la pisciculture est très développée (Lacroix, 2004). A Madagascar, après l’introduction du Tilapia en 1950, la pisciculture familiale en eau douce a pris de l’extension. Avec l’assistance de la FAO, à partir de 1974, le MDRRA (actuellement MPRH) s’efforçait de renforcer l’infrastructure piscicole de base par l’aménagement des 4 stations piscicoles principales productrices d’alevins : Sisaony, Ambatofotsy-Ambatolampy, Analabe et Ambohidray (Rabelahatra, 1988). En 1976, le système d’élevage à acadjas a été introduit sur la côte-Est, aux Pangalanes. C’est une technique d’élevage basée sur l’exploitation des couvertures biologiques (périthyton) qui se développent sur les branchages immergés (Rabelahatra, 1988). En 1979, des élevages expérimentaux des espèces d’eaux saumâtres ont été expérimentées à Sarodrano (Toliara) en casiers, à partir de jeunes huîtres détroquées de différentes provenances. Un élevage pilote de crevettes pénéides en bassins côtiers a démarré à Nosy-Be en 1988. (Rabelahatra, 1988).

BIOLOGIE D’Oreochromis niloticus

Classification 

• Règne : Animal
• Embranchement : Vertébré
• Sous embranchement : Gnathostomes
• Super classe : Poissons
• Classe : ostéichtyens
• Ordre : Perciformes
• Sous ordre : Percoïdes
• Famille : Cichlides
• Sous famille : Tilapinés
• Genre : Oreochromis
• Espèce : Oreochromis niloticus
Source: Hamouda, 2005.

Ecologie

Plisnier, (1988) a mentionné que nombreuses études de terrain et de laboratoire sur l’écologie dénote que O. nilotica est une espèce relativement euryèce et eurytope adaptée à de larges variations des facteurs écologiques du milieu aquatique et colonisant des milieux extrêmement variés. Ainsi, O. nilotica, une espèce thermophile, se rencontre en milieu naturel entre 13,5°C et 33°C. Mais, l’intervalle de tolérance thermique observée en laboratoire est de 7°C à 41°C pendant plusieurs heures. Quant à la température optimale de reproduction, elle se situe entre 26°C et 28°C, le minimum requis est de 22°C. L’euryhalinité de O. nilotica est également bien connue car, on le rencontre dans des eaux de salinité comprise entre 0,015 et 30 ‰ (Hamouda, 2005). Du point de vue concentration en oxygène dissous, cette espèce tolère à la fois de déficit net et de sursaturation importante. Aussi, à 3 ppm d’oxygène dissous, O. nilotica ne présente pas de difficulté métabolique particulière mais en deçà de cette valeur, un stress respiratoire se manifeste bien que la mortalité ne survienne qu’après 6 h d’exposition. Il n’empêche que, grâce à son hémoglobine particulière à haute affinité pour l’oxygène dissous (0,12 ppm), cette espèce peut supporter, sur de courtes périodes, des concentrations aussi faibles que 0,1 ppm d’oxygène dissous (Plisnier, 1988).

Morphologie 

O. nilotica (L, 1758) fait partie, comme tous les autres espèces de Tilapias de la famille des Cichlidae. Les espèces de cette famille se reconnaissent aisément par (Trewavas, 1983):
– une tête portant une seule narine de chaque côté,
– des os operculaires non épineux,
– un corps comprimé latéralement, couvert essentiellement d’écailles cycloïdes et parfois d’écailles cténoïdes,
– une longue nageoire dorsale à partie antérieure épineuse et,
– une nageoire anale avec au moins les 3 rayons épineux.
Dernièrement, certains taxonomistes s’accordaient à diviser la tribu des Tilapias en 4 genres en se basant non seulement sur les caractères anatomiques, mais aussi, l’originalité en taxonomie, le comportement reproducteur et la nutrition (Trewavas, 1983):
– incubation des œufs sur substrat avec garde biparentale (couple), macro phytophage: Tilapia sp.,
– incubation buccale avec garde biparentale ou paternelle, planctonophages: Sarotherodon sp,
– incubation buccale avec garde uniparentale maternelle, planctonophages: Oreochromis,

Les principaux synonymes de l’espèce, rencontrés dans la littérature récente, sont: Oreochromis (Oreochromis) niloticus, Tilapia (Sarotherodon) nilotica et Sarotherodon niloticus.

La diagnose de l’espèce a fait l’objet d’études précises (Trewavas, 1983) recourant à des caractéristiques morphométriques plus ou moins difficiles à examiner sur les organismes vivants. Généralement, sur le terrain, le pisciculteur reconnaît les adultes de l’espèce par:
– une coloration grisâtre avec la poitrine et les flancs rosâtres et une alternance de bandes verticales claires et noires nettement visibles notamment sur la nageoire caudale et la partie postérieure de la nageoire dorsale,
– un nombre élevé de branchiospines fines et longues (18 à 28 sur la partie inférieure du premier arc branchial, et 4 à 7 sur la partie supérieure),
– une nageoire dorsale longue à partie antérieure épineuse (17-18 épines) et à partie postérieure molle (12-14 rayons) et,
– un point noir en bordure de la nageoire dorsale et caudale chez les mâles.

Anatomie

Squelette
Le squelette du Tilapia sp. est osseux. Celui de la tête comprend les os du crâne qui protègent les centres nerveux et les os de la face, essentiellement les mâchoires qui soutiennent les branchies. Les os du tronc comprennent la colonne vertébrale et des petits os, supports des nageoires, elles-mêmes constituées de rayons osseux ou cartilagineux (Rakotovao, 2004).

Muscles
Lorsque l’on examine le Tilapia sp. cuit, on distingue une masse musculaire composée de deux « filets »dorsaux, épais, et de deux flancs moins épais, en étroite relation avec les arêtes. Ces masses musculaires assurent la propulsion du poisson: ce sont celles qui sont intéressantes pour le consommateur. D’autres muscles, plus petits, font fonctionner les mâchoires, le pharynx, les opercules, les nageoires (Regan, 1920).

Appareil digestif
De l’avant vers l’arrière, l’appareil digestif, qui permet au Tilapia sp. de se nourrir, comprend :
– la bouche,
– le pharynx et l’œsophage,
– l’estomac,
– l’intestin et l’anus.

Appareil respiratoire
Les poissons respirent à l’aide des branchies. Chacune est composée d’une armature osseuse: l’arc branchial qui supporte les lamelles au niveau desquelles se fait le transfert de l’oxygène de l’eau vers l’organisme du poisson. Le Tilapia sp. est équipé d’une paire de quatre branchies situées de part et d’autre du corps. Elles sont protégées par une sorte de couvercle articulé : l’opercule ou encore l’ouïe. Il peut être observé que le Tilapia sp. avale et déglutit sans cesse ; le courant d’eau, passant par la bouche, irrigue les branchies qui fixent l’oxygène et rendent le gaz carbonique: l’opercule joue le rôle de soupape battante (Moriarty, 1973).

Appareil circulatoire
L’appareil circulatoire est un circuit fermé comprenant les artères, des vaisseaux très fins, les capillaires, les veines et une pompe qui anime le tout: le cœur, situé en arrière des branchies (Bowen, 1982).

► Le cœur :
Le cœur comprend quatre cavités :
-le sinus veineux, qui est le collecteur des veines ramenant le sang au cœur,
-l’atrium, qui correspond aux deux oreillettes du cœur de l’homme,
-le ventricule,
-le bulbe, qui est l’antichambre de l’aorte ventrale. Cette aorte distribue le sang aux branchies, à droite et à gauche.

► Les branchies :
Le sang converge vers l’artère situé sous la colonne vertébrale, d’où partent symétriquement les multiples artères secondaires qui vont irriguer les organes et les muscles. Le sang chargé de gaz carbonique et de déchets revient au cœur par les veines qui avec les capillaires forment des systèmes composés de: le foie (système porte hépatique) et les reins (système porte rénal).

Appareil excréteur
L’appareil excréteur est essentiellement constitué par les reins, glandes brunes, très allongées et ramifiées, tapissant la partie dorsale de la cavité viscérale avec laquelle ils sont en relation. Les urines sont drainées vers l’orifice urinaire par deux canaux : les uretères (Trewavas, 1983).

Production 

Maturité sexuel

Oreochromis niloticus est connu pour sa maturité sexuelle précoce qui peut intervenir dés 3 à 4 mois dans certains élevages. Des individus de 30 g et mesure de 8 cm peuvent se reproduire (Balarin & Haller, 1982). La reproduction est en fonction des conditions du milieu et de la densité des individus. Dans le milieu naturel, la taille de première maturité chez O. niloticus varie généralement entre 14cm et 20cm. Ce qui correspond à un âge de 2 à 3 ans, mais peut atteindre 28 cm et différer chez les mâles et les femelles. Toutefois cette taille peut se modifier au sein d’une même population en fonction des conditions fluctuantes du milieu (FAO, 2006).

Selon Lowe-Mc Connel en1982, les facteurs qui diminuent la taille à la maturité sont:
– les dimensions réduites du milieu (confinement) ;
– le déficit alimentaire qualitatif et quantitatif ;
– la pêche trop intensive.

Fécondité :
Oreochromis niloticus présente une faible fécondité, de quelques centaines d’œufs à plusieurs milliers par ponte chez les gros individus. Par contre, la fréquence élevée de ponte et la garde parentale des alevins (incubation buccale), permettent d’obtenir de bonnes productions d’alevins par femelle.

Selon Moreau (1979), la fécondité absolue (nombre d’ovules pondus en une fois) est aussi très variable puisqu’elle fluctue fortement, en fonction:
– du poids des femelles,
– des milieux et des saisons.

Reproduction :
Oreochromis niloticus fait partie des incubateurs buccaux uniparentaux maternels. Lorsque les conditions abiotiques deviennent favorables en milieu naturel, une température d’au moins 22°C, les adultes migrent vers la rive et les mâles se rassemblent en arène de reproduction sur un substrat meuble, sablonneux ou argileux où ils délimitent chacun leur territoire et creusent un nid en forme d’assiette creuse (Ruwet et al, 1976).

Les femelles vivent en groupe à l’écart des arènes de reproduction où elles effectuent de brefs passages. En allant d’un territoire à l’autre, elles sont sollicitées par les mâles. En cas d’arrêt au-dessus d’un nid et après une parade nuptiale de synchronisation sexuelle, la femelle dépose un lot d’ovules que le mâle féconde immédiatement. La femelle reprend les œufs dans sa bouche pour les incuber et les y gardent pendant 4 à 5 jours. Les œufs sont oblongs, mesurent environ 2,3 mm de grand diamètre sur 1,9 mm de petit diamètre. L’opération peut être recommencée avec le même mâle ou un voisin (Ruwet et al, 1976). En suite, la femelle quitte l’arène et incube ses œufs fécondés. A cette époque, la femelle présente un abaissement de la cavité bucco-pharyngienne*, des opercules légèrement écartés. L’éclosion des œufs a lieu dans la bouche 4 à 5 jours après la fécondation. Une fois leur vésicule vitelline résorbée, les alevins capables de nager sont encore gardés par la femelle pendant plusieurs jours. Toutefois, ils restent à proximité de leur mère et, au moindre danger, se réfugient dans sa cavité buccale de la mère. A la taille d’environ 10 mm, les alevins, capables de rechercher leur nourriture, quittent leur mère et vivent en petits bancs.

Une femelle en bonne condition se reproduit toutes les six à huit semaines dans la nature et tous les quinze à vingt jours dans un milieu contrôlé. Ce qui, à raison de 800 à 1000 œufs en moyenne pour une femelle de 250g, va conduire au surpeuplement et au nanisme en milieu mal contrôlé.

Table des matières

INTRODUCTION
PREMIERE PARTIE : ETUDE BIBLIOGRAPHIQUE SUR O. niloticus
I. ETUDE BIBLIOGRAPHIQUE SUR O. niloticus
I.1. HISTORIQUE
I.2. BIOLOGIE D’Oreochromis niloticus
I.2.1. Classification
I.2.2. Ecologie
I.2.3. Morphologie
I.2.4. Anatomie
I.2.4.1. Squelette
I.2.4.2. Muscles
I.2.4.3. Appareil digestif
I.2.4.4. Appareil respiratoire
I.2.4.5. Appareil circulatoire
I.2.4.6. Appareil excréteur
I.2.5. Production
I.2.5.1. Maturité sexuel
I.2.5.2. Fécondité
I.2.5.3. Reproduction
I.2.5.4. Comportement lors de la reproduction
I.2.6. Régime alimentaire
I.2.7. Croissance
I.2.8. Mode d’élevage du Tilapia nilotica
I.2.8.1. Classification de l’élevage d’O. niloticus
I.2.8.2. Type d’élevage en pisciculture
DEUXIEME PARTIE: MATERIELS ET METHODOLOGIE D’ETUDE
II. MATERIEL ET METHODES
II.1. PRESENTATION DU CENTRE MILASOA
II.1.1. Situation géographique
II.1.2. Activités du centre
II.2. MATERIELS
II.2.1. Matériel biologique
II.2.2 Matériel de production
II.2.2.1- Ecloserie
II.2.2.2. Bassin de reproduction
II.2.3. Matériels de collecte et de nettoyage des œufs
II.2.4. Matériels de comptage d’œufs
II.2.5. Matériels de distribution d’aliments
II.2.6 Matériels pour les paramètres physico-chimiques
II.3. METHODE DE CONDUITE D’ELEVAGE
II.3.1. Pour la reproduction
II.3.2. Incubation des œufs
II.3.3. Alimentation
II.2.4. Nettoyage et prélèvements des paramètres physico-chimiques
II.2.5. Méthode de comptage des œufs et des larves
III. TROISIEME PARTIE : RESULTATS ET DISCUSSIONS
Résultat et Discussion
Conclusion et Suggestion
Bibliographies et Webographies
ANNEXES

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