ETUDE BIBLIOGRAPHIQUE DES HEMOPARASITOSES OVINES

HEMOPARASITOSES OVINES

DIAGNOSTIC DE LABORATOIRE

Identification morphologique sur étalement de sang:
L’identification morphologique sur étalement de sang est la méthode de référence pour la recherche d’hémoparasites.Theileria lestoquardi représente cependant un cas particulier, car ce piroplasme est retrouvé principalement sur des étalements effectués à partir de biopsie de tissus lymphoïdes. Mais cette dernière technique n’est malheureusement qu’assez peu sensible sur les noeuds lymphatiques, seul site aisément accessible du vivant de l’animal (35).

– Site de prélèvement
Les parasites et bactéries infectent le plus souvent les érythrocytes, à l’exception d’A. phagocytophilum qui infecte les globules blancs, avec une préférence pour les granulocytes neutrophiles.
Les cellules sanguines infectées ou parasitées auront davantage de mal à passer dans les petits vaisseaux et capillaires, à cause de l’augmentation de taille et de la déformation dues au parasite (44). Les cellules infectées seront par conséquent davantage concentrées dans le sang capillaire, ce qui en fait le prélèvement idéal pour la détection d’agents infectieux sur étalement sanguin. Ce sang est facilement accessible, par exemple au niveau du pavillon de l’oreille externe.

– Moment du prélèvement
Pour l’ehrlichiose comme pour la babésiose à B. ovis, le meilleur moment pour faire le prélèvement est le début de la phase fébrile.Lors d’ehrlichiose, A. phagocytophilum est visible au moment de la période fébrile aiguë, mais la prévalence des bactéries intracellulaires diminue assez rapidement après la phase clinique. De plus, le nombre de neutrophiles est relativement faible à cause de la neutropénie (15,29,35,44,50). Pour Babesia ovis, le pic de parasitémie a lieu au moment des symptômes (44). A ce moment, la parasitémie est faible voire très faible, entre 0,2 et 7% des hématies sont infectées (14). Aussi, un étalement négatif ne permettra pas d’exclure une atteinte par B. ovisLors d’anaplasmose, la phase clinique de la maladie est également un moment propice pour la détection de la bactérie sur un étalement sanguin .Lors d’épérythrozoonose, la bactériémie est plus intense avant le développement de l’anémie clinique et peut être difficile à mettre en évidence une fois les symptômes déclarés (27). Dans ce cas, il sera conseillé de prélever également des animaux en apparence sains, afin d’éventuellement détecter une bactériémie plus intense.Lors de theilériose, le parasite est présent dans le sang uniquement en fin d’évolution clinique (10). L’étalement sanguin n’a donc que peu d’intérêt avant cette période.

Technique de coloration

La coloration au May-Grünwald-Giemsa (MGG), bien que donnant de très bons résultats, est peu employée car sa réalisation est longue (plus d’une heure).Les trousses de coloration rapide, telles que le RALND, fournissent d’aussi bons résultats et ne demandent que quelques minutes de réalisation.Cette trousse de coloration rapide est conseillée notamment pour l’anaplasmose et l’ehrlichiose (44), et pourra également être utilisée pour la détection des piroplasmes (babésies et theiléries). Toutefois, les piroplasmes sont parfois visibles sans aucune coloration.Le cas de l’épérythrozoonose est particulier, du fait qu’il existe une autre coloration qui permet d’obtenir un étalement d’une sensibilité plus grande, et de pouvoir mieux détecter les formations épiérythrocytaires, notamment lors de parasitémie faible (comme c’est le cas en phase clinique de la maladie). Cette coloration est l’acridine orange (3), mais elle reste difficile à mettre en place car elle nécessite une observation au microscope précoce (dès que la coloration est terminée) avec un microscope à fluorescence. De plus, cette coloration n’est pas adaptée à la détection des autres hémoparasites étudiés qui sont intracellulaires (pas de diagnostic différentiel microscopique possible).

Caractéristiques morphologiques sur étalement sanguin
L’anaplasmose et les piroplasmoses malignes, responsables d’anémie hémolytique (anémie régénérative), ou encore l’épérythrozoonose seront parfois à l’origine de l’apparition de globules rouges immatures (réticulocytes) et de corps de Howell-Jolly6 détectables sur les étalements sanguins.

Table des matières

INTRODUCTION
1. POURQUOI UNE HYPOTHESE D’HEMOPARASITOSE TRANSMISE PAR LES TIQUES 
1.1. EPIDEMIOLOGIE EN FAVEUR D’UNE MALADIE INFECTIEUSE
1.1.1. Une cause végétale peu probable
1.1.2. Quel type d’agent infectieux
1.2. LE VECTEUR TIQUE
1.2.1. Influences du climat et de la végétation
1.2.2. Phénologie des tiques
2. ETUDE BIBLIOGRAPHIQUE DES HEMOPARASITOSES OVINES
2.1. ETIOLOGIE, EPIDEMIOLOGIE ET SIGNES CLINIQUES
2.1.1. Anaplasmose à Anaplasma ovis
2.1.1.1. Agent infectieux
2.1.1.2. Epidémiologie
2.1.1.3. Pathogenès
2.1.1.4. Description clinique
2.1.2. Ehrlichiose à Anaplasma phagocytophilum
2.1.2.1. Agent infectieux
2.1.2.2. Epidémiologie
2.1.2.3. Pathogenèse
2.1.2.4. Description clinique
2.1.3. Epérythrozoonose à Mycoplasma ovis
2.1.3.1. Agent infectieux
2.1.3.2. Epidémiologie
2.1.3.3. Pathogenès
2.1.3.4. Description clinique
2.1.4. Babésioses à Babesia ovis et Babesia motasi
2.1.4.1. Agents parasitaires
2.1.4.2. Epidémiologie
2.1.4.3. Pathogenèse
2.1.4.4. Description clinique
2.1.5. Theilérioses à Theileria lestoquardi et Theileria ovis
2.1.5.1. Agents parasitaires
2.1.5.2. Epidémiologie
2.1.5.3. Pathogenèse
2.1.5.4. Description clinique
2.2. DIAGNOSTIC DE LABORATOIRE
2.2.1. Identification morphologique sur étalement de sang
2.2.1.1. Site de prélèvement
2.2.1.2. Moment du prélèvement
2.2.1.3. Technique de coloration
2.2.1.4. Caractéristiques morphologiques sur étalement sanguin
2.2.2. Sérologie
2.2.3. Identification des acides nucléiques par PCR
2.2.4. La numération formule sanguine (NFS)
2.2.4.1. Anaplasmose
2.2.4.2. Ehrlichiose
2.2.4.3. Epérythrozoonose
2.2.4.4. Babésiose
2.2.4.5. Theilériose
2.2.5. Examens biochimiques
2.2.6. Identification et analyse des tiques
3. ETUDE EXPERIMENTALE
3.1. PROTOCOLE EXPERIMENTAL
3.1.1. Objectifs
3.1.2. Matériel et méthodes
3.1.2.1. Elevages
3.1.2.2. Animaux
3.1.2.3. Prélèvements
3.1.2.4. Analyses
3.2. RESULTATS
3.2.1. Epidémiologie
3.2.1.1. Environnement
3.2.1.2. Répartition dans le temps
3.2.1.3. Animaux atteints
3.2.2. Signes cliniques
3.2.2.1. Délai d’apparition
3.2.2.2. Agnelles
3.2.2.3. Antenaises
3.2.2.4. Béliers
3.2.3. Diagnostic de laboratoire
3.2.3.1. Etalements sanguins
3.2.3.2. Numération et formule sanguines
3.2.3.3. Sérologies (Annexe V, tableaux 5 et 6)
3.2.3.4. Identification des acides nucléiques par PCR (Annexe VI, tableau 7)
3.2.3.5. Identification et analyse des tiques
3.3. DISCUSSION
3.3.1. Epidémiologie
3.3.1.1. Environnement
3.3.1.2. Animaux atteints
3.3.2. Signes cliniques
3.3.2.1. Délai d’apparition
3.3.2.2. Agnelles
3.3.2.3. Antenaises
3.3.2.4. Béliers
3.3.3. Résultats des examens complémentaires
3.3.3.1. Etalements sanguins
3.3.3.2. Numération et formule sanguines
3.3.3.3. Sérologie A. phagocytophilum
3.3.3.4. PCR A. phagocytophilum
3.3.3.5. Identification des tiques
3.3.4. Imputation du Belar Joa à A. phagocytophilum
3.4. PROPOSITION DE CONDUITE A TENIR FACE A UN CAS DE BELAR JOA
3.4.1. Traitement contre A. phagocytophilum
3.4.2. Traitement contre les tiques
3.4.2.1. Le traitement contre les tiques
3.4.2.2. Les méthodes écologiques
CONCLUSIONS
BIBLIOGRAPHIE
ANNEXES

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