ESSAIS DE LUTTE BIOLOGIQUE CONTRE LE CHAMPIGNON Lagenidium sp.

Différents stades de développement larvaire

           Selon MOTOH (1981) cité par RANDRIANARIVELO (2010) et ANDRIANJAKA (2012), les stades de développement larvaire sont :
 Nauplius : c’est la première phase larvaire de tous les Crustacés. Les œufs, après éclosion donne des nauplius de 0,3 à 0,7 mm de long. Elles nagent librement et ressemblent à des araignées. Elles se nourrissent uniquement de leur réserve vitelline. Ce stade dure 8 à 10h et comporte 6 sous stade (Annexe n°1) de développement successifs : nauplius I jusqu’à nauplius VI.
 Zoé : c’est la seconde phase larvaire. Les nauplius se métamorphosent en zoé (figure n°6) qui mesure 0,9 à 2,6 mm de longueur. Les zoés ont des appendices simples et des corps allongés. Les larves commencent à s’alimenter par du phytoplancton à partir de ce stade. Ce stade dure 3 à 4 jours. Elle comporte 3 sous stade (Annexe n°2) de développement successifs: zoé I jusqu’à zoé III.
 Mysis : les zoés se métamorphosent en mysis. Les mysis mesurent 2,6 à 4,5 mm de longueur. Elles ont des corps segmentés, des yeux pédonculés, une queue plus proche de celle des crevettes adultes. Il se nourri du phytoplancton et du zooplancton. Ce stade dure 4 à 5 jours et comporte 3 sous stades (Annexe n°3) de développement successifs : mysis I jusqu’à mysis III.
 Post-larves : ils mènent une vie pélagique durant 4 à 5 jours avant d’effectuer une métamorphose. Elles sont très semblables à la crevette adulte (figure n°8). Le nombre et la disposition des dents ornant le rostre, les sculptures de la carapace céphalothoracique permettent de distinguer les différents stades post-larvaires. Cependant, en élevage industriel, à partir du stade post-larve l’âge est compté en jours (exemple : post-larve III = post-larve de 3 jours). Elles changent leurs habitudes alimentaires pour se nourrir des détritus benthiques, des petits crustacés.

Mode d’infection en élevage larvaire des crevettes

               Lagenidium sp. cause une infection systémique des larves, avec un mycelium fongique. Ce dernier se répand graduellement à travers les tissus internes des crevettes qui se remplissent d’hyphes hautement ramifiées. La diffusion par sporogénèse avec la libération de zoospores nageant à travers les tubes de sortie touche des stades larvaires de crevettes. Deux voies peuvent être empruntées par le champignon :
-La voie interne : absorption de germes pathogènes en même temps que la nourriture, transport dans l’hémolymphe jusqu’aux branchies,
-La voie externe : pénétration directe du germe pathogène à travers la membrane chitineuse des filaments branchiaux.
A Madagascar, l’élevage des crevettes constitue une source importante de devise; seule l’espèce P. monodon est exploitée dans les fermes crevetticoles opérationnels. Pourtant, la présence des agents pathogènes cause des pertes considérables. Parmi eux, il y a la maladie fongique (mycose larvaire) causé par Lagendium sp. qui commence à se manifester à l’écloserie de la LGA OSO-farming en 2015. Comme la société LGA adopte l’élevage biologique, l’utilisation des antibiotiques est bannie et en conséquence ; des recherches de lutte biologique s’avère nécessaire dont les matériels et méthodes utilisés sont décrit dans la partie qui suit.

VARIATIONS DES PARAMETRES PHYSICO-CHIMIQUES

                    Les moyennes de paramètres physico-chimiques de tous les tests ont été montrées sur le tableau n°5. Une légère variation non statistiquement significative a été observée sur les températures et les salinités dans l’ensemble de tous les tests. Durant toute l’expérience, la température varie entre 29,5 et 32,7°C. Les salinités quant à elle présente une variation entre 25 et 34‰. Par contre, la valeur moyenne du pH est significativement élevée au seuil de 5% sur le bicarbonate de sodium (8,45 ± 0,02), suivi par le mélange de B+3W+D+BS, le bicarbonate de Potassium, le B+BP, B+3W+D+BP, le bactocell, le B+3W+D, B+3W+D sans algue, le mélange de 3W+D, sucre, EPICIN D, EPICIN 3W, le bentonite et le témoin (8,23 ± 0,01). En effet, les bicarbonates sont basique ; d’où, l’augmentation du pH sur le test avec ces produits. Durant l’élevage, le pH minimum observé est de 7,88 tandis que le maximum est de 8,54. Concernant l’oxygène dissous, elle est significativement élevée (α= 5%) sur le test avec le mélange de B+3W+D sans algue (5,72 ± 0,11). Elle est suivie par le témoin, le bicarbonate de sodium, le mélange de D + 3W, B +D + 3W, EPICIN D, EPICIN 3W, Bentonite, bactocell, le bicarbonate de potassium, le B+BP, enfin le B+3W+D+BP (5,39 ± 0,07). L’étendue de l’oxygène dissous observée durant le test se trouve entre 4,80 et 6,27 mg/l. Tous les bacs ont été donc traités sous la même condition de température et salinité. Ce sont les produits qui ont influencé d’autre paramètre physico-chimique comme le pH et l’oxygène dissous dans le milieu d’élevage. Au sujet de la présence ou non des champignons, elle ne dépend pas de la variation de ces paramètres physico-chimiques (Tableau n°5). En effet, il n’y a pas de différence significative entre les températures et la salinité dans l’ensemble de tous les tests. D’où, la présence de champignon ne dépend pas de ces deux paramètres. Relatif au pH, il y a du champignon à pH élevé (BS) et à pH faible (les trois probiotiques seuls et le B+3W+D sans algue). En outre, avec le B+3W+D et 3W+D, le pH est faible mais il n’y a pas de champignon. Il y en a de même pour l’oxygène dissous. Il n’y pas de différence significative par exemple entre le témoin et le 3W+D en terme d’O2 dissous. Pourtant avec le témoin il y avait du champignon et avec le 3W+D il n’y avait pas. En conséquence, l’apparition du champignon ne dépend pas aussi du pH et de l’O2 dissous. Donc, ce sont les produits utilisées qui expliquent la différence. Autrement dit, le champignon n’a pu se manifester durant tous les cycles dans les bacs traités au mélange de B+3W+D et 3W+D.

VARIATIONS DES PARAMETRES PHYSICO-CHIMIQUES

                  La présente étude a montré les effets des différents produits biologiques face à l’infection causée par le Lagenidium sp. durant l’élevage larvaire de crevette Penaeus monodon (stade Nauplius jusqu’à Mysis 2) dans l’écloserie de la société LGA OSO-farming de Madagascar. Concernant la température moyenne, il n’y a pas de différence significative observée durant toutes les expériences. Ainsi, toutes les valeurs observées fluctuent entre 29,5 et 32,7°C et sont favorables au développement et croissance de Lagenidium sp. . Ainsi, KERWIN (2007) a confirmé qu’entre 8°C et 34°C, la production de zoospore de Lagenidium giganteum augemente. Ce résultat est similaire aux études menées par KRISHNIKA & RAMASAMY (2014) sur les effets de la température sur la croissance et développement des Lagenidium sp. à 30 et 40°C chez les stades larvaires des crevettes Macrobrachium rosenbergii en Inde. Donc, les températures observées dans tous les bacs d’élevage durant l’expérience sont favorables au croissance et au développement du champignon Lagenidium sp.. Le développement et croissance de Lagenidium sp. sur le Penaeus monodon sont aussi observés sur toutes les expériences avec la salinité entre 25 et 34‰. Ainsi, les expériences effectuées par KRISHNIKA & RAMASAMY (2014) sur les Macrobrachium rosenbergii ont montré que Lagenidium sp. atteint son développement optimal à une concentration en NaCl de 2%, suivi par 1%, 3%, 4% et le développement et croissance de ce champignon diminue à une concentration de 5% en NaCl en utilisant du PDA. En outre, LAVILLA-PITOGO (2004) a confirmé que les zoospores de Lagenidium sp. sont immobile à une faible salinité se trouvant entre 7 et 15‰. En plus, Lagenidium callinectes ne peut pas se développer sur une salinité de 0% de NaCl selon les experiences ménées par MURAOSA (2006) en Thailand. Le pH est significativement différent selon les produits utilisés. Il se trouve sur un intervalle de 7,88 et 8,54. Cette différence est apparue surtout pour les produits qui ont une propriété régulatrice de pH comme le bicarbonate de sodium et le bicarbonate de potassium (PALANGIE, 2011; FURTADO et al., 2011 ; et PATAT, 2016). Malgré cette différence, le milieu est toujours alcalin durant l’expérience et il y a eu toujours des champignons entre cet intervalle. Similairement, RAMASAMY et al.(1996) a trouvée que les larves de P. monodon peuvent être inféctées par Lagenidium à un pH basique de 8,3. Par contre, d’après le schéma bioélectronique de Vincent (Annexe n°11), le bien être des champignons se trouve dans les milieux acides (ANDRIANJAKA, 2012).

CONCLUSION

                  La mycose larvaire causée par le genre Lagenidium sp. fait partie des problèmes importants au cours de l’élevage larvaire des crevettes Penaeus monodon. En cas d’absence d’intervention, elles peuvent entraîner une mortalité jusqu’à 100% dans quelques jours. A cet effet, des essais de luttes biologiques contre ce champignon ont étés effectués à l’écloserie de la LGA OSO-farming. Douze traitements biologiques ont été testés. Parmi ces douze traitements, le meilleur résultat est obtenu sur le mélange de Bentonite (40 ppm), l’EPICIN 3W (2 ppm) et l’EPICIN D (2 ppm). Sept tests ont été effectués avec ce produit et le taux de survie moyen est significativement élevé au seuil de 5% par rapports aux autres traitements. Il est égal à 40% en fin d’élevage larvaire (au stade mysis 1 et mysis 2). Ainsi, les deux tests avec le probiotique Bactocell présente ainsi un meilleur taux de survie de 43%. Ces deux produits biologiques sont donc les meilleurs à inhiber la croissance et développement de Lagenidium sp. dans l’élevage larvaire des crevettes Penaeus monodon par rapport aux autres produits. Il y a donc deux produits capables de freiner le développement du champignon et d’améliorer la production larvaire des Penaeus monodon. L’hypothèse de départ a été donc vérifiée. La combinaison des bicarbonates avec des EPICIN a un effet antagoniste. La présence des bicarbonates inhibe la fonction et développement des EPICIN. De l’autre côté, l’utilisation du potassium dans l’élevage de Penaeus monodon est toxique au stade zoé et mysis. Donc, il est recommandé de ne plus faire la combinaison des bicarbonates et EPICIN. Ainsi, l’application de bicarbonate de potassium doit se limiter au stade Z1/Z2. Il n’est pas intéressant d’appliquer ces produits à partir de ce stade car il diminue la production larvaire. En outre, bien qu’avec le mélange de bentonite, EPICIN D et EPICIN 3W le taux de survie est élevé, il est faible par rapport à l’utilisation du produit chimique. Malgré ce résultat promoteur en lutte biologique, cette étude est loin d’être finie. Des recherches doivent donc se poursuivre pour atteindre un rendement meilleur : un taux de survie similaire à ce obtenu en utilisant du produit chimique (tréflan). Des tests avec le bactocell seul ou mélangés avec la bentonite doivent être envisagés afin de voir s’il y a une variation de résultat ou non. Afin d’améliorer le résultat obtenu sur le mélange de bentonite et EPICIN, des études sur la variation des doses de ces produits peuvent être entrepris.

Table des matières

INTRODUCTION
I CONTEXTE ET CADRE DE L’ETUDE
I.1 CONTEXTE MONDIAL DE LA CREVETTICULTURE
I.2 CONTEXTE NATIONAL
I.3 CADRE DE L’ETUDE
I.3.1 Problématiques
I.3.2 Lutte biologique
I.4 CARACTERISTIQUES DE Penaeus monodon
I.4.1 Taxonomie
I.4.2 Description
I.4.3 Cycle biologique
I.4.4 Différents stades de développement larvaire
I.4.5 Productions de larves de Penaeus monodon
I.5 CARACTERISTIQUES DE Lagenidium sp.
I.5.1 Classification systématique
I.5.2 Description et cycle biologique du Lagenidium sp.
I.5.3 Origine des Lagenidium Sp. dans l’écloserie
I.5.4 Mode d’infection en élevage larvaire des crevettes
II MATERIELS ET METHODES
II.1 MATERIELS
II.1.1 Présentation du site d’étude
II.1.2 Matériels biologiques
II.1.3 Dispositifs expérimentaux
II.1.4 Les matériels d’analyses de champignon
II.1.5 Différents Paramètres mesurés
II.1.6 Matériels de traitements biologiques
II.1.7 Alimentations
II.1.8 Matériels de traitements de données
II.2 METHODES
II.2.1 Isolement de champignon
II.2.2 Déroulement de l’expérience
II.2.3 Ressources humaines
II.2.4 Méthodes de traitements de données
III RESULTATS
III.1 IDENTIFICATION DU CHAMPIGNON
III.2 VARIATIONS DES PARAMETRES PHYSICO-CHIMIQUES
III.3 TAUX DE SURVIE DES LARVES DE P.monodon
III.3.1 Taux de survie observées à la fin de l’élevage
III.3.2 Evolution du taux de survie au cours de l’élevage
IV DISCUSSIONS
IV.1 IDENTIFICATION DU CHAMPIGNON
IV.2 VARIATIONS DES PARAMETRES PHYSICO-CHIMIQUES
IV.3 TAUX DE SURVIE MOYEN
CONCLUSION
REFERENCES BIBLIOGRAPHIQUES

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