Epidémiologie du paludisme en Afrique

Des infections palustres d’intensité variable

L’infection à P. falciparum présente des intensités très variables selon les individus et les crises. En effet, elle va du simple portage asymptomatique à des cas de paludisme grave ou neuropaludisme entrainant la mort suite à un coma ou à des déficiences d’un ou de plusieurs organes. Entre ces deux extrêmes se trouve l’accès simple qui provoque généralement une maladie d’une semaine environ pendant laquelle les symptômes sont non spécifiques et font penser à un syndrome grippal.

Le portage asymptomatique

Le portage asymptomatique du parasite se définit comme la présence constante d’une infection au paludisme (présence du parasite) sans aucun signe clinique de la maladie. Fréquemment observé chez les individus vivant en zone d’endémie, il serait dû à l’acquisition d’une immunité progressive, éphémère et incomplète dite de « prémunition » (Sergent 1950).
Cette immunité protège d’abord les patients contre la mortalité et les formes graves de paludisme grâce à une « immunité antitoxique », puis contre les accès simples en diminuant leur incidence, la durée et le niveau des infections grâce à une « immunité antiparasitaire » (Mouchet et al. 2004). L’immunité de prémunition demande plusieursannées pour s’installer et est entretenue par les stimulations antigéniquesdues à une exposition répétée aux parasites (Struik et al. 2004). Elle s’acquiert d’autant plus rapidement que la transmission est importante et permanente de sorte que si le sujet immun quitte la zone d’endémie, il perd sa prémunition au bout de 12 à 24 mois. La durée de survie d’une infection au stade sanguin peut atteindre 3 ans. Les sujets asymptomatiques sont alors d’excellents « réservoirs » parasitaires et cette situation est rencontrée dans la plus grande partie de l’Afrique Sub-saharienne.

L’accès simple de primo-invasion

Il correspond aux premiers cycles érythrocytaires du parasite. Chez les sujets naïfs, non immuns, l’incubation encore appelée phase pré-patente dure 9 à 30 jours et est cliniquementmuette. Classiquement, l’accès palustre simple évolue en trois phases, soit après une phaseprodromique, associant céphalées, anorexie, nausées, soit brutalement :
– la sensation de froid avec frissons intenses, céphalées et vomissements pendant 1 à 2 heures,
– la fièvre d’ascension rapide à 40°C ou plus ; le pouls est très rapide ou lent ; après avoir été pâle, le malade est congestif, vultueux,
– la sensation de malaise intense ; cette période dure de 1 à 4 heures ; des sueurs profuses accompagnent la défervescence, laissant le patient asthénique et courbaturé ; l’hépatosplénomégalie est inconstante. Cet accès se répète, tous les 2 ou 3 jours, selon l’espèce plasmodiale, pendant environ une dizaine de jours. Il peut, soit donner lieu ultérieurement àquelques rechutes similaires, plus ou moins éloignées (P. ovale et P. vivax ), soit évoluer à tout instant vers l’accès pernicieux ou sévère (P. falciparum ).

L’accès sévère

Les formes graves de paludisme surviennent essentiellement chez les sujets non immuns et/ou, pour 90% des cas, chez les enfants africainstrès jeunes (<5ans) (WHO 2000). En zone de transmission courte et irrégulière où le statut semi-immun est mal entretenu, les formes graves peuvent toucher toutes les classes d’âge. La survenue de cas de paludismes graves serait provoquée par une combinaison complexe de multiples facteurs. Ceux-ci sont aussi bien liés au polymorphisme génétique des parasites qu’à la diversité génétique et immunologique de l’hôte humain. L’espèce plasmodiale ainsi que l’intensité de la transmission sont également déterminantes dans la gravité de la maladie. Deux syndromes majeurs caractérisent le paludisme grave : l’anémie sévère et le paludisme cérébral. Le neuropaludisme se caractérise par des troubles de la conscience (coma calme), desconvulsions et des troubles neurologiques (troubles du tonus, troubles cérébelleux…). Des manifestations viscérales peuvent être associées : splénomégalie, hépatomégalie, hypoglycémie, ictère, anémie sévère, œdème aigu du poumon, collapsus, insuffisance rénale fonctionnelle et troubles de la coagulation. D’un point de vue immunologique, la production de cytokines pro-inflammatoires (TNFα/β, IFNγ, IL6,…) à des taux élevés chez une personne infectée par P. falciparum induirait la production de molécules d’adhérence telles que ICAM-1 (InterCellular Adhesion Molecule 1) par les cellules endothéliales. Ces molécules d’adhésion favoriseraient alors la séquestration d’hématies parasitées au niveau de l’endothélium capillaire de certains vaisseaux profonds,provoquant ainsi des accès pernicieux pouvant entraîner la mort (Zwetyenga 1998 ;Mackintosh et al. 2004).

Les anophèles vecteurs

Classification

Les vecteurs des Plasmodium sont tous des insectes diptères appartenant à la famille des Culicidae et à la sous-famille des Anophelinae. Il existe 484 espèces d’anophèles sur la planète, mais seulement une soixantaine assure, avec plus ou moins d’efficacité, la transmission des Plasmodium humains (Harbach 2004). En Afrique sub-saharienne, on dénombre environ 150 espèces d’anophèles dont une douzaine est vectrice de Plasmodium (Fontenille et al. 2005). La classification taxonomique des anophèles, d’abord basée sur des critères essentiellement morphologiques, ensuite complétée par des observations éthoécologiques et biogéographiques et, plus récemment,par des données génétiques, s’organise en des complexes et des groupes d’espèces. Les espèces appartenant à un même groupe sont très proches morphologiquement et présentent des différences, au moins à un stade de leur développement, tandis que les espèces appartenant à un même complexe sont morphologiquement identiques à tous les stades de leur développement. En Afrique subsaharienne, les principales espèces vectrices serépartissent en groupes ou complexes qui seront décrits dans le paragraphe consacré à la répartition géographiques des anophèles en Afrique.

Cycle de vie des anophèles

Les anophèles sont des insectes holométaboles, c’est à dire à métamorphoses complètes. Leur développement est caractérisé par la succession de deux phases (Figure 2) : une phase aquatique pour les stades pré-imaginaux ou immatures, œuf, larves (avec 4 stades larvaires entrecoupés chacun d’une mue) et nymphe, et une phase aérienne pour le stade adulte ou imaginal, avec des mâles et des femelles. En régiontropicale, la durée de vie d’un anophèle adulte se situe autour de 7 à 10 jours pour les mâles et entre 2 à 8 semaines pour les femelles.

Les strates actuelles et les populations à risque

Toute la population sénégalaise est exposée au paludisme comme l’indique la répartition duparasite et de son vecteur. Cependant il existe desdisparités importantes entre les régions et entre les milieux urbains et ruraux qui se reflètent dans la différence notée dans l’incidence de la maladie par région/district.
Les districts localisés dans la partie nord du pays se situent dans la zone sahélienne et présentent des incidences inférieures à 5 pour 1000habitants. Les districts qui se trouvent au centre et au sud du pays présentent des incidences plus élevées, entre 5 et 15 et >15 pour 1000 habitants, respectivement. Cela montre que l’incidence du paludisme augmente selon un gradient Nord-Sud (Figure 10).

Evolution des cas et des décès

Les données récentes indiquent que le poids du paludisme en Afrique sub-saharienne est en baisse (O’Meara et al. 2010). Plusieurs pays qui avaient auparavant un lourd fardeau de paludisme ont vu une réduction de plus de 50% de celui-ci au cours des dix dernières années.
Il s’agit entre autres de l’Érythrée (Mufunda et al. 2007), du Rwanda et de l’Ethiopie (Otten et al. 2009), de la Tanzanie (Bhattarai et al. 2007 ; Jaenisch et al. 2010 ; Mmbando et al. 2010), du Kenya (O’Meara et al. 2008a), de la Gambie (Ceesay et al. 2008), de la Zambie (Chizema- Kawesha et al. 2010), et du Swaziland (Kunene et al. 2011). Ce déclin du paludisme en Afrique s’explique notamment par une intensification de la prévention, du diagnostic et du traitement du paludisme (cf chapitre 2 : Contrôle du paludisme ).
Au Sénégal, les cas et décès dus au paludisme ont connu une baisse régulière depuis 2006.
Cela a été confirmé par les données collectées dans l’ensemble des formations sanitaires publiques et communautaires du pays. En 2006, près de 1,5 millions de cas cliniques (avec 400.000 cas environ chez les enfants de moins de 5 ans) ont été enregistrés (WHO 2008). Enfin 2009, le nombre de cas de paludisme a chuté à 174.000 cas (PNLP 2010).
Les décès dus au paludisme ont aussi connu une nette régression au niveau des formations sanitaires. Ils sont passés de 1678 en 2006 à 574 en 2009, soit une réduction de 66 %.
Toutefois, l’ampleur de la baisse est inégalement répartie. Parmi les 14 régions que compte le Sénégal, celles de Diourbel, Tambacounda, Kolda, Kaolack, Dakar, Saint-Louis et Thiès ont toutes notifié plus de 30 cas de décès en 2009. Le plus grand nombre de décès a été enregistré à Dakar avec 157 cas.
Il est important de souligner que les chiffres donnés ci-dessus constituent des données épidémiologiques sanitaires publiées par le PNLP duSénégal dans son rapport d’activité de 2010 (PNLP 2010), le nombre de cas et de décès pourrait en effet être plus élevé. Aussi, fautil noter qu’une réémergence du paludisme a été observée par Trape et al. (2011) dans unelocalité du Sénégal, (Dielmo, région de Fatick), comme pour dire qu’il ne faut surtout pasbaisser la garde et que la lutte doit continuer, etmieux encore, s’intensifier !

Les vaccins contre les stades sanguins (érythrocytaires)

Les vaccins anti-stades sanguins visent à empêcher soit l’invasion des hématies par les mérozoïtes durant le court laps de temps qu’ils passent dans la circulation sanguine, soit l’infection de la maladie en ciblant des Ag palustres à la surface des érythrocytes. Ce type de vaccin réduirait la maladie (Good et al. 2001), en imitant une immunité naturellement acquise (Sutherland et al, 2007). Les Ag de stade sanguin ayant atteint l’étape de développement vaccinal sont : AMA1 (Antigène membrane apicale 1) (Sagara et al. 2009), MSP1 (Merozoite Surface Protein 1 ) (Ogutu et al. 2009), MSP2 (Genton et al. 2002), MSP3 (Nebie et al. 2009 ; Sirima et al. 2009; Druilhe et al. 2005), EBA175 (Erythrocyte Binding Antigen 175) (El Sahly et al. 2010), GLURP (Glutamate Rich Protein ) (Esen et al. 2009 ; Hermsen et al. 2007), et SERA5 (Serine Repeat Antigen 5 ) (Horii et al. 2010).

Contrôle du paludisme en Afrique : les outils

Les deux Ag de stades sanguins actuellement très étudiés par différentes équipes sont AMA1 et MSP3.
AMA1 est un Ag de stades sanguins impliqué dans l’orientation du mérozoïte pendant l’invasion des érythrocytes, et est également exprimé chez les sporozoïtes et les stades hépatiques. Des études ont montré que les Ac anti-AMA1 ont tendance à être présents chez les individus ayant acquis une immunité naturelle contre le paludisme (Courtin et al. 2009 ; Udhayakumar et al. 2001). De plus une exposition naturelle répétée conduit souvent à des titres élevés d’IgG anti-AMA1. Ceci est en contraste avec les Ac anti-CSP pour lesquels même une exposition intense induit des titres d’Ac très faibles. Le polymorphisme extrême de cet antigène candidat vaccin suggère que le système immunitaire humain exerce une forte pression sélective (Takala et al. 2009). Cela justifie son utilisation comme candidat vaccin, mais nécessite de nouvelles approches pour plus d’efficacité. MSP3 est un Ag dont l’intérêt a été découvert plus tardivement par l’équipe de Pierre Druilhe lors de leurs travaux sur l’ADCI (Antibody-Dependant Cell Inhibition ) (Oeuvray et al. 1994).
Depuis, cet Ag de mérozoïte est devenu lui aussi un important Ag d’étude. Des essais cliniques de phase Ib chez les adultes ont donné des résultats immunologiques très prometteurs : tous les adultes vaccinés ont produitune forte réponse en lymphocytes T et plus de 70% ont secrété des Ac à fort effet antiparasite(Sirima et al. 2007 ; Nebie et al. 2009).
Deux essais de phase Ib au Burkina Faso et en Tanzanie chez des enfants âgés de 12 à 24 mois ont aussi révélé de bonnes réponses Ac cytophiliques IgG1 et IgG3 (Lusingu et al. 2009 ; Sirima et al. 2009). Des essais cliniques de phase IIb chez de jeunes enfants sont actuellement en cours au Mali et au Burkina Faso.

La prise en charge du paludisme

La prise en charge des cas de paludisme est une composante essentielle dans les stratégies de lutte antipaludique. Elle implique un diagnostic précoce et un traitement sans retard de la maladie au moyen d’antipaludéens efficaces.

Le diagnostic

Le paludisme étant une maladie grave, potentiellement mortelle en l’absence d’une prise en charge rapide et appropriée, son diagnostic est, par conséquent, une urgence médicale. Il doit être réalisé de manière systématique avant tout traitement dès les premiers signes cliniques évocateurs du paludisme. Différentes méthodes diagnostiques sont actuellement disponibles ; il s’agit des techniques conventionnelles (biologienon spécifique et microscopie) auxquelles s’ajoutent de nouvelles techniques telles que les tests de diagnostic rapide, l’amplificationgénique et la sérologie.

Les techniques conventionnelles

La biologie non spécifique

La découverte d’une cytopénie (thrombopénie, leucopénie, anémie) constitue un signe biologique d’orientation qui a une bonne valeur prédictive. Toutefois, cette méthode n’est pas précise car ces perturbations ne sont toujours pas dues au paludisme. De ce fait, elle est peu utilisée en zone d’endémie. Par contre, elle est très informative dans le diagnostic du paludisme d’importation à en croire l’Institut de Veille Sanitaire de la France (InVS 2007).

Les techniques microscopiques

Le frottis sanguin

Il est bien maitrisé par l’ensemble des biologistes de par son utilisation pluriquotidienne (réalisation et lecture), et représente la technique la plus largement utilisée pour le diagnostic du paludisme en zone endémique. Il se fait, soit par prélèvement capillaire au bout du doigt avec confection immédiate du frottis, soit par ponction veineuse avec prélèvement dans un tube contenant un anticoagulant et réalisation secondaire des lames d’examen. L’étude de la morphologie parasitaire assure l’identification de l’espèce et permet aussi la quantification de la parasitémie en pourcentage d’érythrocytes parasités (recours à un oculaire quadrillé). Sa sensibilité se situe entre 100 et 300 parasites/µL, mais nécessite une lecture attentive d’au moins 20 minutes (Berry et al. 2009).

La goutte épaisse

C’est une technique de concentration, car la quantité de sang examinée est 20 à 30 fois plus élevée que lors du frottis sanguin. Elle consiste à l’étalement d’une goutte de sang par un mouvement en spiral sur une surface d’environ 1 cm de diamètre. Sa sensibilité va de 10 à 20 parasites/µL (Berry et al. 2009). L’étude morphologique des parasites est très difficile, rendant parfois impossible le diagnostic d’espèce. Cette technique ancienne, introduite par Ross et Thompson (1910), est utilisée depuis lors par des générations de responsables de laboratoire, et reste la méthode de référence de l’OMS pour l’examen de sang d’un sujet suspecté de paludisme. Elle a été récemment modernisée, avec notamment une réduction de la durée d’exécution qui est maintenant inférieure à 10 minutes (Thellier et al. 2002). La lecture reste cependant malaisée pour un personnel non spécifiquement formé et sans grandeexpérience : la goutte épaisse n’est donc pas adaptée aux structures réalisant rarement la recherche des hématozoaires du paludisme.

Caractéristiques de la population d’étude

Les caractéristiques de la cohorte d’enfants étudiée au début de l’étude Ano-Pal & Ano-Vac sont indiquées dans le tableau 4.
Au démarrage de l’étude, la cohorte était constituée d’un total de 410 enfants âgés de 1 à 9 ans et répartis dans les 5 villages du district de Podor : 53 enfants (12,9%) à Agnam Tonguel, 105 enfants (25,6%) à Fanaye Diéry, 48 enfants (11,7 %) à Guédé Village, 103 enfants (25,1%) à Niandane et 101 enfants (24,6%) à Pendao.La cohorte se composait d’autant degarçons que de filles et cette proportion ne variait guère entre les villages. Les enfants de Sagna AB, Sarr J. B., Gaayeb L., Dramé P. M., Ndiath M. O., Senghor S., Sow C. S., Poinsignon A., Seck M., Hermann E., Schacht A. M., Faye N., Sokhna C., Remoue F. and Riveau G.: gSG6-P1 salivary biomarker discriminates micro-geographicalheterogeneity of human exposure to Anopheles bites in low and seasonal malaria areas.
Parasites & Vectors 2013, 6:68 moins de 5 ans représentaient en moyenne 49% de la cohorte d’étude et cette proportion différait significativement entre les villages (p=0,007). En effet, on comptait 66% et 57% d’enfants de moins de 5 ans à Agnam et Pendao, respectivement, alors que cette proportion était inférieure à 50% dans les autres villages.

Résultats de l’étude

Suivis entomologiques et parasitologiques

Le suivi entomologique effectué dans chaque villageentre octobre 2008 et janvier 2010 par l’équipe d’entomologie de l’URMITE de l’IRD de Dakar a permis de décrire la composition des populations anophéliennes de la zone d’étude, de suivre l’évolution de l’exposition aux anophèles au cours de l’année et de comparer le niveau d’exposition anophélienne de chaque village. La faune anophélienne est constituée de plus de 75% d’An. gambiae s.l., les près de 25% restants étant constitués d’An. funestus , d’An. pharoensis, d’An. wellcomei et d’An. ziemanni (Tableau 5). Les espèces du complexe An. gambiae (les uniques vecteurs de P. falciparum dans ces localités, car les seules retrouvées infectées) étaient dominées par l’espèce An. arabiensis(87%), l’espèce An. gambiae s.s.ne représentait que 13% (Ndiath et al. 2012). La transmission y est décrite comme faible avec un taux moyen d’infection à Plasmodium chez les anophèles de 1,13% (variant entre 0 et 1,37%) et un taux d’inoculation entomologique inférieur à 1 piqure/homme/nuit (Ndiath et al. 2012).

Table des matières

Introduction 
Première partie Analyse bibliographique 
Chapitre I 
Epidémiologie du paludisme en Afrique 
I.1. Les Plasmodium humains
I.1.1. Classification
I.1.2. Cycle de vie des Plasmodium
I.1.3. Des infections palustres d’intensité variable
I.1.3.1. Le portage asymptomatique
I.1.3.2. L’accès simple de primo-invasion
I.1.3.3. L’accès sévère
I.2. Les anophèles vecteurs
I.2.1. Classification
I.2.2. Cycle de vie des anophèles
I.2.3. Comportement trophique des anophèles femelles
I.2.4. Répartition géographique des anophèles en Afrique
I.2.4.1. Le complexe An. gambiae
I.2.4.2. Le groupe An. funestus
I.2.4.3. Les autres vecteurs du paludisme en Afrique
I.3. Epidémiologie du paludisme au Sénégal
I.3.1. Dynamique de la transmission et stratification
I.3.1.1. Les faciès primaires
I.3.1.2. Les faciès secondaires : Cas de la zone Nord
I.3.1.3. Les trates actuelles et les populations à risque
I.3.2. Evolution des cas et des décès
Chapitre II 
Contrôle du paludisme en Afrique : les outils
II.1. La prévention
II.1.1. Le contrôle des anophèles vecteurs
II.1.1.1. L’aspersion intradomiciliaire d’insecticide
II.1.1.2. Les moustiquaires imprégnées d’insecticide
II.1.1.3. Les autres méthodes de contrôle des vecteurs
II.1.1.4. Les innovations dans le contrôle des vecteurs du paludisme
II.1.2. La chimioprévention
II.1.3. Les stratégies vaccinales potentielles
II.1.3.1. Les vaccins contre les stades pré-érythrocytaires
II.1.3.2. Les vaccins contre les stades sanguins (érythrocytaires)
II.2. La prise en charge du paludisme
II.2.1. Le diagnostic
II.2.1.1. Les techniques conventionnelles
II.2.1.1.1. La biologie non spécifique
II.2.1.1.2. Les techniques microscopiques
II.2.1.2. Les nouvelles techniques
II.2.1.2.1. Les tests de diagnostic rapide (TDR)
II.2.1.2.2. La détection de séquences d’acides nucléiques : La PCR
II.2.1.2.3. La détection des anticorps anti-Plasmodium
II.2.2. Le traitement
II.3. La surveillance du paludisme : Mesure de l’exposition et du risque de transmission, et leurs limites d’application
II.3.1. Évaluation du risque d’exposition
II.3.1.1. Les méthodes entomologiques
II.3.1.2. Les méthodes immunologiques
II.3.1.3. L’environnement intégré (télédétection)
II.3.2. Évaluation du risque de transmission
II.3.2.1. Les méthodes entomologiques : Le TIE
II.3.2.2. Les méthodes parasitologiques
II.3.2.3. Les méthodes sérologiques
Chapitre III 
Implication de la salive des arthropodes hématophages dans la relation hôte vecteur et ses applications
III.1. Comportement alimentaire des arthropodes hématophages
III.2. Rôle de la salive dans l’alimentation des insectes hématophages
III.2.1. Salive et réaction hémostatique de l’hôte
III.2.2. Salive et réaction immunitaire de l’hôte
III.2.3. Salive et transmission des pathogènes
III.3. Protéines salivaires et réponse anticorps : de nouveaux outils sérologiques ?
III.3.1. Salive et réactions allergiques
III.3.2. Approche vaccinale
III.3.3. Salive et marqueurs immunologiques d’exposition aux piqûres des vecteurs
III.3.3.1. Relation entre la réponse Ac anti-salive et le niveau d’exposition
III.3.3.2. Diversité et spécificité des protéines salivaires
III.3.3.3. Protéines salivaires synthétiques comme marqueurs immunologiques d’exposition
Deuxième partie Matériels et méthodes 
Chapitre I 
Description de l’étude de cohorte 
I.1. Zone d’étude et population
I.2. Choix et description des villages
I.2.1. Les villages de Agnam Tonguel et de Guédé Village
I.2.2. Le village de Niandane
I.2.3. Les villages de Pendao et de Fanaye Diéry
I.3. Recrutement de la cohorte
I.4. Calendrier de l’étude de cohorte
Chapitre II
Recueil des données et analyses sérologiques 
II.1. Enquête entomologique
II.1.1. La faune matinale résiduelle
II.1.2. Les captures sur homme
II.2. Questionnaires
II.3. Mesures cliniques et prélèvements sanguins
II.4. Dosages sérologiques : La technique ELISA
II.4.1. Description des antigènes utilisés
II.4.1.1. Le « gambiae Salivary Gland-Peptide 1 » (gSG6-P1)
II.4.1.2. La « CircumSporozoite Protein » (CSP)
II.4.1.3. L’ « Apical Membrane Antigen 1 » (AMA-1)
II.4.1.4. La « Merozoite Surface Protein 1 » (MSP-1)
II.4.1.5. La « Merozoite Surface Protein 2 » (MSP-2)
II.4.2. Principe de l’ELISA
II.4.3. Mode opératoire
II.5. Analyse statistique des données
Troisième partie Résultats et Discussion
Chapitre I 
Résultats 
I.1. Article I. Evaluation de l’hétérogénéité micro-géographique de l’exposition humaine aux piqûres des anophèles
I.1.1. But de l’étude
I.1.2. Caractéristiques de la population d’étude
I.1.3. Résultats
I.1.3.1. Suivis entomologiques et parasitologiques
I.1.3.2. Evolution de la réponse IgG anti-gSG6-P1 en fonction de l’âge
I.1.3.3. Variations de la réponse IgG anti-gSG6-P1 en fonction des villages
I.1.3.4. Variations de la réponse IgG anti-gSG6-P1 en fonction des saisons
I.1.4. Conclusion
I.2. Aricle II. Mesure sérologique du risque d’infection au paludisme en saison sèche
I.2.1. But de l’étude
I.2.2. Caractéristiques de l’échantillon d’étude
I.2.3. Résultats
I.2.3.1. Données entomologiques et parasitologiques
I.2.3.2. Réponse IgG anti-gSG6-P1 selon le statut infectieux
I.2.3.3. Réponse IgG anti-gSG6-P1 selon le statut clinique
I.2.3.4. Réponse IgG anti-gSG6-P1 et risque d’infection au paludisme
I.2.4. Conclusion
I.3. Article III. Identification des personnes exposées aux piqûres infectantes d’anophèles
I.3.1. But de l’étude
I.3.2. Caractéristiques de l’échantillon d’étude
I.3.3. Résultats
I.3.3.1. Données entomologiques et parasitologiques
I.3.3.2. Séroprévalence des peptides de P. falciparum et d’An. gambiae en fonction des saisons
I.3.3.3. Séroprévalence des peptides de P. falciparum et d’An. gambiae en fonction des villages
I.3.3.4. Combinaison entre biomarqueurs d’exposition et de transmission
I.3.4. Conclusion
Chapitre II
Discussion générale 
II.1. La réponse IgG anti-gSG6-P1, un biomarqueur évaluant l’hétérogénéité microgéographique d’exposition aux piqûres d’Anopheles en zone de faible transmission
II.2. La réponse IgG anti-gSG6-P1, un biomarqueur pertinent pour évaluer le risque d’infection à P. falciparum en saison sèche
II.3. Combinaison entre biomarqueurs d’exposition aux vecteurs et au parasite : Vers une identification des individus exposés aux piqûres infecatntes d’anophèles
Conclusion et perspectives 
Références bibliographiques
Annexes
Publications et communications personnelles

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