EPIDEMIES DE LA FIEVRE WEST NILE

EPIDEMIES DE LA FIEVRE WEST NILE

HISTOIRE DES EPIDEMIES DE LA FIEVRE WEST NILE

Afrique tropicale, berceau de la maladie

La fièvre West Nile est apparue pour la première fois en Afrique tropicale, notamment en Afrique de l’Est, en Ouganda dans le district de West Nile, en 1937 (Smithburn et al., 1940).Le virus fut isolé fortuitement lors d’une enquête épidémiologique sur la répartition de la fièvre jaune en Afrique Centrale.Après l’Ouganda, ce fut autour de l’Egypte en 1950 d’enregistrer une épidémie de West Nile.Dans ce pays, le virus a aussi été isolé chez l’homme (Melnick et al., 1951). Puis en 1954, avec les travaux de Smithburn et al.(1954) et Taylor et al. (1956), le caractère endémique de la maladie dans ce pays est mis en évidence.Des enquêtes entomologiques réalisées dans la basse vallée du fleuve Sénégal jouxtant le Parc National des Oiseaux du Djoudj (PNOD) ont montré une circulation importante du virus (Gordon et al., 1992). Dans la région du Ferlo, le virus fut aussi isolé chez de nombreuses espèces de moustiques des genres Culex, Mymomia, Aedomya (Traore-Lamizana et al., 1994), Aedes (Digoutte, 1995) et Mansonia (Diallo et al., 2005).Les taux de prévalence très élevés obtenus dans différentes enquêtes sérologiques chez les chevaux (Cabre et al., 2006b; Chevalier et al., 2006) et lors d’enquêtes sur des oiseaux migrateurs, résidents et domestiques dans la région de Barkédji (Chevalier et al., 2008b; Chevalier et al., 2009), témoignent de la circulation récurrente du virus au Sénégal.L’Afrique du Sud dans les années 1950 (McIntosh et al., 1967) 2007, 2008 et 2009 (Venter & Swanepoel, 2010; Zaayman & Venter, 2012), Madagascar (Fontenille et al., 1985; Morvan et al., 1990), le Gabon en 2010 (Pourrut et al., 2010) le Maroc en 1996, 2003 et 2008 (Figuerola et al., 2009), l’Algérie en 1994 (Le Guenno et al., 1996), la Tunisie en 1997, 2003 et 2008 (Triki et al., 2001; Ben Hassine et al., 2011), le Soudan en 2002 (Depoortere et al., 2004) ont enregistrés la circulation du virus avec des cas humains et/ou animaux.

ETIOLOGIE

Le virus West Nile appartient à la famille des Flaviviridae et au genre Flavivirus qui regroupe de nombreux virus classés en 8 complexes taxonomiques ; le virus West Nile appartient à  celui de l’Encéphalite Japonaise (Calisher et al., 1989; Heinz et al., 2000). Les flavivirus ont des propriétés antigéniques proches, en particulier ceux du complexe de l’Encéphalite Japonaise, ce qui est à l’origine de réactions croisées fréquentes (Calisher et al., 1989) entraînant des difficultés de diagnostic. Le virus West Nile est un virus à ARN positif, simple brin et enveloppé de 45 à 50 nm de diamètre. Le génome des Flavivirusest petit (11 000 à 12 000 nucléotides) et comporte deux régions non codantes aux extrémités 3′ et 5′. Il code pour 10 protéines dont 3 structurales (protéines C, M et E) et 7 non structurales « NS » (Brinton, 2001; Peterson & Roehrig, 2001). L’enveloppe dérive de la membrane cellulaire de l’hôte et contient 2 glycoprotéines. Les protéines E associées aux protéines M permettent l’adhésion aux cellules, le tropisme tissulaire, la stimulation des cellules immunitaires et la réplication.
La présence de virus dans l’organisme d’un vertébré induit une réponse immunitaire de type humoral principalement, après une courte période de virémie.

ESPECES AFFECTEES

Les oiseaux ont été identifiés dès les années 1950 comme les hôtes et les réservoirs du virus West Nile (Work et al., 1953, 1955). Ils sont aussi les plus affectés par la maladie. Rien qu’en Amérique du Nord, près de 200 espèces d’oiseaux sont réputées sensibles à l’infection par le virus West Nile (Komar, 2003). Les chevaux et l’homme, bien que pouvant mourir de la maladie, sont considérés comme des impasses épidémiologiques (Hubalek & Halouzka, 1999) car développent des niveaux de virémie faibles ne permettant pas aux arthropodes de s’infecter lors des repas de sang. Une trentaine d’autres espèces de vertébrés sont sensibles à l’infection par le virus West Nile mais seuls les lémuriens, les grenouilles et les hamsters peuvent développer des niveaux de virémie suffisants permettant la transmission par les arthropodes (van der Meulen et al., 2005) .
Des études sérologiques menées sur les chevaux au Sénégal ont montré des taux de séroprévalence élevés variant entre 78 et 92% (Cabre et al., 2006b; Chevalier et al., 2006).
Ces études confirment que la West Nile est enzootique au Sénégal.

VECTEURS DE LA WEST NILE

Les principaux vecteurs biologiques de la West Nile sont des moustiques appartenant en majorité au genre Culex (Annexe 1). Plusieurs espèces de moustiques appartenant à plusieurs genres ont été trouvées naturellement infectées par le virus West Nile mais seules quelques unes ont la capacité de transmettre efficacement le virus. Les vecteurs susceptibles de transmettre sont ceux dont la compétence est prouvée au laboratoire ou ceux fréquemment trouvés associés au virus dans la nature.
Au Sénégal, lors d’enquêtes réalisées à Barkédji, dans la vallée et le delta du fleuve Sénégal, au Sénégal oriental et à Kounguel, plus de 200 souches du virus West Nile ont été isolées chez 14 espèces de moustiques appartenant à 5 genres (Gordon et al., 1992; Traore-Lamizana et al., 1994; Digoutte, 1995; Traore-Lamizana et al., 2001; Diallo et al., 2005) dontCulex poicilipes et Aedes vexans arabiensis. Ces 2 culicidés ont également été trouvés porteurs du virus de la fièvre de la vallée du Rift. Les souches circulant au Sénégal appartiennent aux 2 lignées décrites pour le virus West Nile.
Les multiples associations d’Aedes vexans arabiensis avec le virus West Nile dans la nature (Digoutte, 1995; Fontenille et al., 1998; Traore-Lamizana et al., 2001), ses fortes densités en début de saison des pluies (Mondet et al., 2005b), sa compétence vectorielle prouvée au laboratoire (Turell et al., 2005; Tiawsirisup et al., 2008) ainsi que son comportement trophique opportuniste (Fall et al., 2012) font de ce moustique un des principaux vecteurs du virus West Nile dans le Ferlo.
Au contraire au niveau du Delta du fleuve Sénégal où les cours d’eau sont permanents, c’est plutôt Culex tritaeniorhynchus et Culex neavei qui sont les principaux vecteurs du virus West Nile (Fall et al., 2011). Les autres espèces (Culex poicilipes, Culex perfuscus, Aedoemyia africana, Mansonia uniformis,…) joueraient des rôles mineurs dans l’épidémiologie de la maladie dans cette région.

LE ROLE DES OISEAUX DANS LA TRANSMISSION

Les oiseaux ne peuvent jouer un rôle dans le cycle de transmission que s’ils développent des titres de virémie suffisants pour infecter les vecteurs qui s’en nourrissent. Généralement, les titres de virémie supérieurs à 106,0 UFP/ml (Unités Formant Plages par millilitre) de sang sont considérés comme infectieux pour la majorité des moustiques du genre Culex (Turell et al., 2000; Sardelis et al., 2001; Goddard et al., 2002). Une étude approfondie menée par Komar et al. (2003a) sur 25 espèces d’oiseaux appartenant à plusieurs ordres aviaires a montré que les titres de virémie chez les oiseaux dépassent souvent 106,0 UFP / ml de sang. Les Passeriformes ont été les oiseaux les plus sensibles, avec des titres de virémie qui atteignaient 1012.1 UFP / ml. Il est généralement admis que les passeriformes jouent un rôle principal dans la transmission du virus West Nile. Les Gallinacés et les Psittacidés sont les moins sensibles à l’infection par le virus West Nile (Komar et al., 2003a). Au Sénégal, pays endémique pour la West Nile, des études sérologiques effectuées sur les populations aviaires du Ferlo et du Parc National Ornithologique de Djoudj ont permis d’identifier des oiseaux aussi bien migrateurs que résidents pouvant intervenir dans la transmission et le maintien du virus dans ces zones.
Des anticorps anti-West Nile ont été détectés sur 13 espèces d’oiseaux dont 5 sont des migrateurs: quatre Passeriformes (Lanius senator, Anthus trivialis, Hippolais opaca et Cercotrichas galactotes), et un Piciforme (Jynx torquilla) (Chevalier et al., 2009). Parmi les huit oiseaux résidents, quatre sont des Passeriformes (Laniarus barbarus, Cercotrichas podobe, Ploceus cuculatus et Ploceus volatus), trois sont des Colombiformes (Oena capensis, Streptopelia senegalensis et Streptopelia vinacea), et un Coliiforme (Urocolius macrourus) (Chevalier et al., 2009). De plus, les périodes de fortes circulations du virus dans le Ferlo ont été déterminées (entre octobre et novembre) par l’utilisation de poulets sentinelles (Chevalier et al., 2008b).
En plus du titre de virémie, la probabilité que le virus West Nile se transmette d’un oiseau infecté à un moustique augmente avec la persistance du virus dans le sang de l’oiseau. Une telle persistance a été démontrée chez des pigeons gris infectés expérimentalement (Semenov et al., 1973) chez qui le virus West Nile a pu être isolé du sang jusqu’à 100 jours après l’infection. Komar et al. (2003a) ont détecté des titres élevés de virus (jusqu’à 106,9 UFP/0,5 cm3) dans des échantillons de peaux prélevés sur des oiseaux morts 14 jours après l’inoculation expérimentale. Cette persistance de la virémie est un facteur important dans la dissémination du virus à travers le monde, surtout avec les oiseaux migrateurs qui peuvent parcourir des centaines voir des milliers de kilomètres avec le virus. Cela se traduit par  l’isolement de souches virales très proches au plan phylogénétique dans tous les continents (Lanciotti et al., 1999)

Symptômes

L’homme

Seule une faible proportion des infections humaines sont symptomatiques, avec des maux de tête, de la fatigue, des courbatures et des ganglions lymphatiques hypertrophiés typiques de beaucoup de maladies fébriles. Il apparait parfois une éruption cutanée abdominale. Environ une personne sur 150 développe un ou plusieurs signes de la maladie neuro-invasive : raideur de la nuque, stupeur, désorientation, coma, tremblements, convulsions, faiblesse musculaire et paralysie. Cela peut se produire chez les personnes de tous âges, mais ceux de plus de 50 ans sont les plus à risque (Hayes et al., 2005b). Au cours des cinq dernières années, 4,8% de cas confirmés en laboratoire des infections cliniques rapportées aux Etats-Unis ont été mortels. Il a été rapporté récemment aux USA des effets à long terme sur le rein notamment l’apparition de maladies chroniques du rein chez 40% de patients ayant contracté la maladie (Nolan et al.,2012).

Le cheval

Les infections symptomatiques chez les chevaux sont également rares et généralement bénines, mais peuvent entrainer des maladies neurologiques, y compris l’encéphalomyélite fatale (Cantile et al., 2000). Une proportion plus élevée des chevaux infectés développent une encéphalite en rapport avec les cas humains. Des études expérimentales ont montré qu’environ 10% des chevaux infectés développent la maladie clinique (Bunning et al., 2002). Chez les chevaux naturellement infectés, l’infection par le virus West Nile provoque généralement des changements d’attitude (somnolence, apathie, dépression, ou une hyperexcitation) et des signes neurologiques, y compris les fasciculations musculaires et une parésie ou une paralysie des membres.

Les oiseaux

Les oiseaux infectés par le virus West Nile présentent également tout un éventail de signes cliniques allant de l’absence de maladie à la mort. La mortalité attribuée à l’infection par le virus West Nile en Amérique du Nord a été signalée chez 198 espèces d’oiseaux en 2002 (Komar, 2003). Certaines espèces d’oiseaux, en particulier les corvidés, sont très sensibles au virus avec très souvent une issue fatale (McLean et al., 2002; Komar et al., 2003a). Les signes généraux de l’infection sont la léthargie, le décubitus, et dans certains cas, des hémorragies (Komar et al., 2003a).
En Europe, la mortalité des oiseaux liée à l’infection par le virus West Nile est rare (Hubalek & Halouzka, 1999). Cependant, de fortes mortalités d’oiseaux ont été notées lors de l’épizootie survenue en Israël avec la lignée I en 1998 (Malkinson et al., 2002). Contrairement à ce qui se passe aux Etats Unis où les fortes mortalités d’oiseaux révèlent la circulation du virus (Steele et al., 2000), en Europe les signes neurologiques chez les chevaux sont les seuls indicateurs de la circulation locale du virus.
Ce contraste dans la virulence de part et d’autre de l’Atlantique est dû au fait que le virus appartenant à la même lignée I que celle ayant été isolé en Israel en 1998 est nouvellement introduit aux USA, avec une population aviaire totalement naïve, alors qu’en Europe la maladie est endémique (Lanciotti et al., 1999; Buckley et al., 2003).

Les autres vertébrés

Les manifestations cliniques de la fièvre West Nile sont peu connues chez les autres vertébrés, comme les reptiles, les amphibiens et les autres mammifères. En Amérique du Nord, des alligators captifs sont morts de l’infection par le virus West Nile entre 2001 et 2002 (Miller et al., 2003). Sur plus de 10000 alligators captifs, 250 sont morts en 2001 et 1000 en 2002 dont en majorité des jeunes. Les symptômes dominants étaient nerveux tels que des spasmes au cou et une perte de contrôle des mouvements.
Des cas de malades isolés ont été observés chez le mouton (Tyler et al., 2003), les alpagas (Yaeger et al., 2004), le chien et le loup (Lichtensteiger et al., 2003). Dans tous ces cas, la maladie a été toujours caractérisée par des signes neurologiques progressifs tels que la faiblesse musculaire, l’ataxie, les convulsions, la paralysie, le torticolis, l’hyperesthésie, le décubitus. Chez le loup, la cécité a également été observée. Chez le chien malade décrit par Lichtensteiger et al. (2003), de nombreux autres signes cliniques ont été observés, tels que la polydipsie, l’écoulement nasal et oculaire, la diarrhée, les douleurs abdominales, le ptyalisme et la dyspnée.

Les lésions

Lésions macroscopiques

Chez les oiseaux, certaines lésions sont évocatrices de la maladie mais ne sont pas pour autant pathognomoniques car communes à plusieurs autres maladies. Il s’agit de l’émaciation, la splénomégalie, l’hépatomégalie, les lésions cardiaques et les encéphalites. Chez les chevaux, le cerveau ne présente pas de lésions macroscopiques.

Lésions microscopiques

Chez les oiseaux, elles varient selon le degré d’atteinte des organes. Des images d’infiltration de lymphocytes et d’hétérophiles dans les capillaires du cerveau et des méninges sont assez évocatrices en cas d’affection du système nerveux central (Miller et al., 2003). Chez les chevaux, elles sont caractérisées par des infiltrations péri-vasculaires multifocales de neutrophiles au niveau du rhombencéphale, de la moelle épinière ou de la microglie avec des hémorragies périvasculaires (Snook et al., 2001).

METHODES DE LUTTE

Traitement

Tout comme la fièvre de la vallée du Rift, il n’existe pas actuellement de traitement spécifique pour la West Nile. Plusieurs études ont démontré l’efficacité de la Ribavirine dans l’inhibition de la réplication in vitro du virus West Nile (Anderson & Rahal, 2002; Morrey et al., 2002).
Cependant, la ribavirine ne semble pas efficace contre les virus du genre Flavivirus dans les modèles animaux (Huggins, 1989). De même, une étude rétrospective sur l’efficacité du traitement avec la ribavirine lors de l’épidémie de West Nile de 2000 en Israël a montré que la survie des patients n’est pas corrélée au traitement avec la ribavirine (Chowers et al., 2001).

Prophylaxie

Prophylaxie médicale

Vaccins à usage animal :
La prophylaxie médicale repose sur l’utilisation d’un certain nombre de vaccins. Il existe actuellement trois vaccins contre la West Nile pour les chevaux disponibles dans le commerce aux États-Unis et un en Europe.
– Vaccins inactivés: Les vaccins adjuvés, à virus entier inactivé à la formaline, nommés West Nile-Innovator® et Duvaxyn® ont été commercialisés par Fort Dodge Santé Animale (FDAH) aux Etats-Unis et en Europe, respectivement. Le vaccin West Nile-Innovator® a été utilisé à grande échelle aux Etats-Unis en 2002. Bien que le nombre de cas humains de fièvre West Nile n’a pas diminué entre 2002 et 2003, cette vaccination de masse pourrait avoir contribué à la réduction significative des cas équins durant cette période (Granwehr et al., 2004). Depuis lors, les vaccins de deuxième génération suivants sont mis sur le marché :
– Vaccin à ADN appelé West Nile-Innovator® DNA commercialisé par FortDodge,
– Vaccin recombinant est basé sur le virus canarypox appelé Recombitek® et commercialisé par Merial (El Garch et al., 2008),
– Vaccin chimérique fabriqué à partir de la souche vaccinale 17D de la fièvre jaune connu sous le nom PreveNileTM , et commercialisé par Intervet (Schering-Plough Animal Health / Merck).
Vaccins à usage humain
Un vaccin à ADN à usage humain est aussi en développement et la phase I des essais cliniques à démontré qu’il induit la production d’anticorps neutralisants (Martin et al., 2007).
La technologie ChimeriVax utilisée pour produire le vaccin PreveNile pour les chevaux a été également utilisée pour produire un vaccin humain appelé ChimeriVax West Nile. Ce vaccin sûr et immunogène chez l’homme est actuellement en phase II des essais cliniques (Guy et al., 2010). Sa commercialisation est prévue durant cette décade.

Prophylaxie sanitaire

Les mesures de prophylaxie sanitaire préconisées consistent à lutter contre les vecteurs, aussi bien les adultes que les formes larvaires. Cette lutte, pour être efficace, doit prendre en compte la biologie et l’écologie des arthropodes vecteurs.
La lutte anti-larvaire contre les moustiques consiste à la destruction de leurs gîtes et/ou à leur traitement par des produits chimiques ou des larvicides d’origine biologique (Bs, Bti). Elle est difficile à mettre en œuvre dans les zones où circule la West Nile au Sénégal (Ferlo et région du fleuve Sénégal) du fait de l’étendue, de la diversité et du nombre de gîtes concernés mais aussi du coût financier et de de l’impact potentiel de tels traitements sur l’environnement et la faune non cible. En effet, dans ces régions agro-sylvo-pastorales où le fleuve et les mares constituent les principales sources d’approvisionnement des populations humaines et animales en eau, leur destruction ou leur traitement aux insecticides pourrait causer une véritable catastrophe écologique dans ces écosystèmes, et des intoxications chez les humains et les  animaux. Pour les mêmes raisons et aussi en raison d’une persistance d’efficacité très limitée, la lutte adulticide parrait difficile à mener dans le contexte Sénégalais.
Les mesures de protections individuelle comme l’utilisation de moustiquaires imprégnées d’insecticides qui ont permis de diminuer considérablement la transmission du paludisme chez l’homme, restent difficilement envisageable pour lutter contre les moustiques vecteurs de la West Nile dans la mesure où ils sont, pour la plus part, zoophiles et exophages (Ba et al., 2006; Fall et al., 2011; Fall et al., 2012), voire pour certains comme les Aedes à activité de piqure diurne. Les seules mesures de prévention concrétement proposées aux USA et en Europe contre les vecteurs de la West Nile reposent sur l’usage de répulsifs cutanés et la non exposition des espèces cibles (homme, cheval) aux sites et heures d’activités des moustiques ;
les méthodes de lutte adulticides étant réservées aux seules épidémies avec une efficacité qui reste toutefois limitée (Carney et al., 2008; Elnaiem et al., 2008; Lothrop et al., 2008).
En cas d’épidémie de West Nile, le traitement aux insecticides des animaux domestiques sensibles (chevaux) pourrait participer à lutter contre les vecteurs (Diallo et al., 2008).
Cependant, l’efficacité de cette forme de lutte pourrait être freinée par son coût élevé et sa mise en œuvre difficile dans les régions endémiques du Sénégal. De plus, les conséquences d’une lutte chimique sur l’environnement et la faune non cible ne seraient pas négligeables.

Table des matières

INTRODUCTION GENERALE
PREMIERE PARTIE: REVUE DES CONNAISSANCES SUR LA FIEVRE WEST NILE
PRESENTATION DES ZONES D’ETUDE
CHAPITRE 1: LA FIEVRE WEST NILE
1 HISTOIRE DES EPIDEMIES DE LA FIEVRE WEST NILE
1.1 Afrique tropicale, berceau de la maladie
1.2 Proche Orient
1.3 Emergence en Europe
1.4 Emergence dans les Amériques
2 ETIOLOGIE
3 ESPECES AFFECTEES
4 VECTEURS DE LA WEST NILE
5 CYCLES DE TRANSMISSION
5.1 Transmission Vectorielle
5.2 Transmission Verticale
5.3 Transmission non vectorielle
6 LE ROLE DES OISEAUX DANS LA TRANSMISSION
7 ETUDE CLINIQUE
7.1 Symptômes
7.1.1 L’homme
7.1.2 Le cheval
7.1.3 Les oiseaux
7.1.4 Les autres vertébrés
7.2 Les lésions
7.2.1 Lésions macroscopiques
7.2.2 Lésions microscopiques
8 METHODES DE LUTTE
8.1 Traitement
8.2 Prophylaxie
8.2.1 Prophylaxie médicale
8.2.2 Prophylaxie sanitaire
CHAPITRE 2 : LES ZONES D’ETUDE
1. LA REGION DE BARKEDJI
1.1 Situation geographique
1.2. Climat et végétation
1.2.1. Le climat
1.2.2. La végétation
1.3. La population
1.4. L’élevage
1.4.1. L’élevage pastoral
1.4.2. L’élevage sédentaire
1.4.3. L’avifaune
2. LA REGION DE ROSS BETHIO
2.1. Situation géographique
1.2. Climat et végétation
1.2.1. Le climat
1.2.2. La vétégation
1.3. La population
1.4. L’agriculture et l’élevage
1.5. L’avifaune
DEUXIEME PARTIE : ECOLOGIE DU VIRUS DE LA FIEVRE WEST NILE AU SENEGAL
CHAPITRE 3 : ACTIVITÉ DU VIRUS DE LA FIEVRE WEST NILE ET VECTEURS POTENTIELS, ROSS BETHIO, SENEGAL
Publication 1: West Nile virus transmission in sentinel chickens and its potential mosquito vectors, Senegal River Delta, 2008-2009 (en préparation)
1. INTRODUCTION
2. METHODOLOGIE
2.1. Sites d’étude
2.2. Enquêtes sérologiques
2.3. Enquêtes entomologiques
2.4. Tests sérologiques
2.5. Gestions des données sérologiques
2.6. Calculs d’incidences sérologiques
3. RESULTATS
3.1. Sérologiques
3.2. Entomologiques
3.3. Relations sérologie-vecteurs potentiels
4. DISCUSSION
5. RÉFÉRENCES BIBLIOGRAPHIQUES
Publication 2: Feeding behaviour of potential vectors of West Nile virus in Senegal (Fall et al,2011)
CHAPITRE 4 :RÔLE POTENTIEL D’AEDES (AEDEMORPHUS) VEXANSnARABIENSIS DANS LA TRANSMISSION DU VIRUS WEST NILE DANS LE FERLO,SENEGAL
Publication 3 : The mosquito Aedes (Aedimorphus) vexans arabiensis as a probable vector bridging West Nile virus between birds and horses in Barkedji (Ferlo, Senegal) (Fall et al,2012)
Publication 4 : Ecologie d’Aedes (Aedimorphus) vexans arabiensis, Patton 1905 (Diptera:Culicidae) dans une région sahélienne : observations croisées entre travaux de terrain et de laboratoire
1. Introduction
2 MATERIEL ET METHODES
3. RESULTATS
4. DISCUSSION
5. CONCLUSION
6. RÉFÉRENCES BIBLIOGRAPHIQUES
CONCLUSION GENERALE

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