Environnement microbien du rumen

Environnement microbien du rumen

 Paramètres physico-chimiques du réticulo-rumen

 L’anaérobiose

Le milieu ruminal se caractérise par des conditions d’anaérobiose, l’oxygène représentant moins d’1% des gaz ruminaux. Ces conditions sont permises grâce à l’absorption immédiate du dioxygène (O2) par les bactéries anaérobies facultatives. De plus, les apports d’oxygène sont très faibles, essentiellement par déglutition et par diffusion à partir des vaisseaux des parois .
Les gaz du milieu ruminal regroupent en majorité du dioxyde de carbone (CO2) (60%), du méthane (CH4) (27%), du diazote (N2) (7%) et du dihydrogène (H2) (0,2%) [125]. La majeure partie est éliminée par éructation, et une partie est incorporée dans divers métabolismes bactériens.L’anaérobiose est essentielle pour garantir un milieu favorable au développement et au maintien des populations microbiennes, puisque la majorité des bactéries du rumen sont des anaérobies strictes : Selenomonas ruminantium, Butyrivibrio fibrisolvens, Succinivibrio dextrinosolvens, Lachnospira multiparus, Clostridium haemolyticum et quelques espèces du genre Treponema [78].

Le pH

La valeur physiologique du pH ruminal varie dans une large gamme, entre 5,5 et 7,3. La valeur optimale est autour de 6,2. Le pH résulte d’un équilibre entre les acides : les AGV et l’acide lactique issus des fermentations microbiennes, et les bases : les bicarbonates (HCO3-) et les phosphates contenus dans la salive (Figure 5). L’ammoniac provenant de la dégradation des protéines par les bactéries peut également jouer le rôle de base.

La température [7, 101]

La température ruminale est supérieure à la température rectale : elle est comprise 39 et 41°C, soit au moins un degré de plus par rapport à la température corporelle. Pour autant, elle est très variable : elle augmente lorsque les fermentations sont très intenses (jusqu’à 41°C) et diminue de plusieurs degrés après abreuvement (de 5 à 10°C). La température ruminale est maximale après les repas.

Le potentiel d’oxydo-réduction

Du fait des conditions d’anaérobiose, le milieu ruminal est réducteur : son potentiel d’oxydoréduction (Eh) est très négatif, variant entre – 150 et – 260 mV. La gamme de variation du
potentiel redox dépend fortement de la ration : il est plus élevé lorsque la proportion de concentrés dans la ration augmente .Les heures suivant le repas, le potentiel redox augmente, avant de diminuer (Figure 8). Les variations du Eh sont liées à la présence d’oxygène dans la phase gazeuse du rumen, suite à la déglutition ou à la diffusion depuis les capillaires sanguins. Le microbiote ruminal maintient le milieu très réducteur en consommant très rapidement l’oxygène introduit dans le rumen [6]. Ainsi, un gradient de potentiel redox s’établit entre la surface et la profondeur du milieu ruminal. La pénétration de l’O2 n’excède pas 0,5 cm de profondeur au sein du contenu
ruminal [101].

La pression osmotique

La pression osmotique du contenu ruminal est voisine de celle du sang, en moyenne 250 mosm/L, ce qui favorise les échanges à travers la paroi du rumen. Cependant, elle varie au sein d’une gamme plus large, entre 200 et 400 mosm/L. Lorsque le contenu ruminal est hyperosmotique, s’observe un passage d’eau du secteur vasculaire au rumen. Le phénomène inverse se produit lors d’hypo-osmolarité du contenu ruminal.La pression osmotique varie avec l’ingestion et l’abreuvement.Une augmentation est observée après un repas : elle peut atteindre 350 à 400 mosm/L dans les 30 à 90 minutes suivant le repas [101]. Cette hausse de la pression osmotique s’explique par la dissolution des minéraux présents dans les aliments ingérés et la production d’AGV par fermentation microbienne .
La composition de la ration influence la pression osmotique. En effet, une proportion plus importante de concentrés dans la ration induit une augmentation de la pression osmotique .Cependant, selon Giger-Reverdin et al (1997), la variation de pression osmotique serait plus liée à la teneur de la ration en glucides rapidement fermentescibles que par le pourcentage de concentrés.

Stratification du contenu ruminal

Le contenu ruminal se divise en trois phases : la phase gazeuse, la phase solide et la phase liquide
La phase gazeuse est située dans le sac dorsal du rumen. Elle provient en grande partie des fermentations microbiennes : la production horaire moyenne est de 25 litres. La composition des gaz issus de l’activité de la flore ruminale est dépendante de plusieurs phénomènes, notamment de la nature de l’aliment et du comportement alimentaire. Deux gaz sont majoritaires : le CO2 (65%) et le CH4 (35%). L’O2 n’est retrouvé qu’à l’échelle de traces, étant donné sa consommation très rapide par les micro-organismes ruminaux . L’éructation permet l’évacuation de la phase gazeuse.La phase solide correspond à la partie centrale du contenu ruminal. Elle se compose des particules grossières ingérées, qui sont destinées à la rumination. La teneur en MS de la phase solide est comprise entre 14 et 18% : elle représente la majeure partie de la matière sèche du contenu ruminal. D’autre part, elle contient environ 75% de la biomasse bactérienne totale du rumen.La phase liquide se localise dans le sac ventral du rumen. Elle est issue de l’abreuvement, de l’eau apportée par les aliments et de la sécrétion salivaire (100 à 200 litres par jour). L’eau représente la fraction majoritaire du contenu ruminal, jusqu’à 85%. Au sein de la phase liquide, sont présents des particules alimentaires en suspension, des microorganismes et des molécules en solution. Dans le rumen, le rôle de l’eau est primordial : elle permet l’imbibition des aliments, favorise les mouvements de brassage et est indispensable à l’action des enzymes digestives et à la croissance bactérienne.

Table des matières

Table des abréviations 11

Table des figures
Table des tableaux
INTRODUCTION
PREMIERE PARTIE : ETUDE BIBLIOGRAPHIQUE
1. Le Rumen
1.1. Anatomie du rumen
1.1.1. Conformation externe
1.1.2. Conformation interne
1.1.3. Topographie
1.2. Paramètres physico-chimiques du réticulo-rumen
1.2.1. L’anaérobiose
1.2.2. Le pH
1.2.3. La température
1.2.4. Le potentiel d’oxydo-réduction
1.2.5. La pression osmotique
1.3. Stratification du contenu ruminal
1.4. Motricité du réticulo-rumen
2. Environnement microbien du rumen
2.1. Les bactéries
2.1.1. Les bactéries fibrolytiques
2.1.2. Les bactéries amylolytiques et utilisatrices des glucides simples
2.1.3. Les bactéries utilisatrices de lactate
2.1.4. Les bactéries protéolytiques
2.1.5. Les bactéries transformant les lipides
2.2. Les protozoaires
2.3. Les champignons
2.4. Variations du microbiote ruminal
2.4.1. Variations physiologiques
2.4.2. Variations pathologiques (dysbioses)
3. Digestion des aliments d’origine végétale par les micro-organismes ruminaux
3.1. Digestion des glucides
3.1.1. Dégradation des glucides pariétaux
3.1.2. Dégradation de l’amidon
3.1.3. Métabolisme bactérien des oses simples
3.1.4. Devenir des produits terminaux de la digestion des glucides
3.1.5. Facteurs de variation de la fermentation des glucides
3.2. Digestion des lipides
3.2.1. Lipolyse des lipides alimentaires
3.2.2. Biohydrogénation des acides gras insaturés
3.2.2.1.Biohydrogénation de l’acide linoléique
3.2.2.2.Biohydrogénation de l’acide α-linolénique
3.2.3. Facteurs de variation du métabolisme lipidique
3.2.4. Facteurs de variation de la proportion en isomères trans 11 et trans 10
DEUXIEME PARTIE : EXPERIMENTATION
1. Matériels & Méthodes
1.1. Conditions de cultures
1.1.1. Inoculum
1.1.2. Solutions tampons
1.1.3. Substrats
1.1.4. Déroulement des cultures
1.2. Mesure des activités microbiennes
1.3. Mesure des activités enzymatiques
1.4. Analyses
1.4.1. Dosage des acides gras
1.4.2. Dosages des acides gras volatils
1.4.3. Analyse du microbiote
1.5. Calculs réalisés
1.6. Analyse statistique
2. Résultats et discussion
2.1. Evolution et comparaison du pH sur 5 jours de culture
2.2. Evolution et comparaison de la production d’acides gras volatils sur 5 jours de culture
2.2.1. Quantités d’AGV totaux
2.2.2. Rapport C2/C3
2.3. Comparaison des activités microbiennes sur 3 heures entre J1 et J5
2.3.1. Caractérisation de l’inoculum de départ
2.3.2. Comparaison des deux types de milieux
2.3.3. Comparaison de l’ajout ou non d’acide linoléique dans les milieux
2.4. Evolution et comparaison du microbiote sur 5 jours de culture
2.4.1. A l’échelle des phyla
2.4.2. A l’échelle des genres
2.5. Corrélations
2.5.1. Entre microbiote et pH
2.5.2. Entre microbiote et production d’acides gras volatils
2.5.3. Entre microbiote et biohydrogénation
2.5.4. Entre les différents genres bactériens
CONCLUSION
Références bibliographiques
Annexes

Télécharger le rapport complet