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CYCLE DE VIE
Généralités
Les Fucales sont des algues brunes macrobenthiques qui occupent l’étage médio-littoral supérieur des côtes rocheuses des zones tempérées. Elles se caractérisent par un cycle de vie monogénétique diplophasique, où la phase gamétophytique se résume aux gamètes, et par un mode de reproduction oogamique. La fécondation et le développement externes autorisent la manipulation des gamètes et des zygotes. Les espèces dioïques (Fucus vesiculosus, Fucus serratus) permettent un bon contrôle temporel de la fécondation car les gamètes, obtenus séparément, peuvent être réunis au moment choisi par l’expérimentateur. Cependant, chez les espèces monoïques (Fucus spiralis, Fucus distichus, Pelvetia compressa, Pelvetia canniculata), la maturation des gamètes est simultanée et l’émission des anthérozoïdes et des oosphères s’effectue dans des proportions idéales, ce qui conduit à l’obtention rapide d’un taux élevé de zygotes viables et de populations homogènes. Les périodes de reproduction, souvent hivernales, varient dans le temps et sont plus ou moins longues selon les espèces. Fucus spiralis est une espèce monoïque dont la période de reproduction est relativement longue, puisqu’elle s’étend généralement d’octobre à juin. Aussi, nous avons choisi d’utiliser principalement cette espèce pour mener nos travaux. Les parties reproductrices des Fucales correpondent à des sacs renflés appelés réceptacles, situés à l’extrémité des frondes chez les genres Fucus et Pelvetia (figure 1). Sous la surface des réceptacles, de nombreuses chambres (conceptacles), où se développent les gamètes, s’ouvrent sur l’extérieur par un petit orifice. A maturité, les réceptacles présentent une surface externe d’aspect granuleux; l’observation de leur surface interne, à l’oeil nu et à la lumière, permet de distinguer les oogones bien individualisés. Un oogone contient, suivant les genres, 2 à 8 oosphères dont le diamètre est d’environ 100 µm. Les anthérozoïdes, contenus dans des anthéridies, possèdent un chloroplaste pourvu d’un stigma (à l’exception de chez F. spiralis) qui leur confère une couleur orangée. Cette couleur permet une distinction aisée des sexes chez les espèces dioïques. A marée basse, sous l’effet de la dessiccation, les gamètes perlent à l’extérieur du conceptacle. L’immersion provoque la rupture des enveloppes protectrices des gamètes, leur dispersion et l’activation des anthérozoïdes. Les oosphères sédimentent en milieu calme et émettent une substance chimiotactrice, le fucoserratène, qui attire les anthérozoïdes (Müller et Jaenicke, 1973). Le stigma dirige la nage des anthérozoïdes par phototaxisme négatif, ce qui favorise la rencontre des gamètes sur le fond.
La Fécondation
En laboratoire, le relargage des gamètes peut être obtenu après quelques jours de conditionnement des réceptacles à 4°C et à l’obscurité. Les réceptacles sont soumis à un choc osmotique et lumineux (rinçage à l’eau douce, illumination puis immersion en eau de mer) qui provoque l’émission plus ou moins rapide des gamètes, suivie en moyenne trente minutes plus tard, par la fécondation. Le contact des gamètes déclenche immédiatement un potentiel de fécondation qui est initié par l’ouverture des canaux Na+ , puis des canaux Ca2+, ce qui permet l’influx de ces ions, et s’achève par un efflux de K+ , qui rétablit le potentiel membranaire de base (Brawley, 1991; Roberts et al., 1993; Taylor et Brownlee, 1993; Roberts et Brownlee, 1995). La dépolarisation membranaire, de -60 mV à -20 mV, constitue une barrière électrique immédiate et efficace à la polyspermie (Brawley, 1991), qui est renforcée par la mise en place rapide (quelques minutes AF) de la paroi cellulaire. Cependant, l’influx de calcium observé à la fécondation est limité en comparaison de la vague calcique intervenant lors de l’activation des oeufs animaux (Roberts et al., 1993). L’augmentation de calcium observée chez Fucus est diffuse et subcorticale. L’activation métabolique de l’oosphère est marquée par un doublement de l’activité respiratoire (Whitaker, 1931; Levring, 1952) et la reprise de la synthèse d’ARNm et de protéines (Koehler et Linskens, 1967).
Du zygote à l’algue adulte
Les zygotes sédimentent, et adhèrent au substrat cinq à six heures après fécondation (AF). Ces zygotes ont l’originalité de ne posséder initialement aucune asymétrie et de se polariser en réponse à des gradients environnementaux, tels que la lumière. L’expression morphologique de cette polarité se traduit par l’émergence d’une protubérance au pôle opposé à la lumière incidente (germination). Ce phénomène se prolonge par la croissance polarisée du rhizoïde. La première division asymétrique s’effectue perpendiculairement à l’axe de polarité et sépare la cellule “rhizoïde” de la cellule “thalle” (figure 2). Dans nos conditions de culture (lumière continue, 14°C), la germination et le premier clivage du zygote ont lieu, respectivement de 14 à 16 heures et de 22 à 24 heures AF. Les divisions suivantes se succèdent beaucoup plus rapidement : le rhizoïde s’allonge par croissance apicale tandis que des divisions orientées de la cellule “thalle” s’effectuent initialement sans accroissement du volume cellulaire. A terme, le crampon et la fronde de l’algue adulte, qui ont respectivement pour origine les deux premières cellules, rhizoïde et thalle, se forment. Il faut cependant souligner la plasticité du développement de l’embryon de Fucus illustrée par la formation tardive d’embryons adventifs à partir de cellules rhizoïdiennes (McLachlan et Chen, 1972; Bouget et al., 1998) (figure 2). L’embryon âgé de deux à trois semaines mesure environ 1 mm de long et possède plusieurs rhizoïdes, qui sont issus de la cellule apicale rhizoïdienne et forment le crampon embryonnaire. Au pôle apical du thalle se forme une dépression, à la base de laquelle est initiée la croissance de poils apicaux qui atteignent des longueur de l’ordre de 2 cm et cassent au bout de quelques jours. A la base de ces poils, se met en place une zone méristématique (Oltmanns, 1922). De ce fait, ces poils apicaux sont considérés comme des marqueurs morphologiques du méristème apical embryonnaire. Il est difficile de garder les jeunes Fucus en culture au delà de ce stade. En effet, leur croissance se ralentit et ils finissent par se nécroser. De nombreux essais de culture en laboratoire furent réalisés et ne donnèrent, dans le meilleur des cas, que des algues de taille réduite, mais permirent d’observer l’évolution morphologique du thalle (McLachlan et al., 1971; Fries, 1977; Fries, 1982). Le thalle cylindrique de l’embryon âgé s’aplatit et entame une croissance dichotomique de part et d’autre des cellules basales à l’origine des poils. Dans la nature, le passage de la plantule à l’algue adulte semble se faire en quelques mois (2 à 4 mois environ), soit beaucoup plus rapidement que la durée de deux ans rapportée par Knight et Parke (1950) .
AVANTAGES ET INCONVENIENTS DU SYSTEME BIOLOGIQUE POUR L’ETUDE DU DEVELOPPEMENT EMBRYONNAIRE
Les difficultés techniques inhérentes aux végétaux supérieurs compliquent l’avancée de la recherche sur l’embryogenèse végétale. L’embryon, de petite taille, est prisonnier des tissus maternels, ce qui rend toute approche pharmacologique et cellulaire extrêmement difficile. L’approche génétique, principalement réalisée chez Arabidopsis thaliana, est la seule envisageable, mais n’est néanmoins pas suffisante. L’étude de l’embryogenèse somatique constitue une alternative, cependant les premiers stades de développement ne reflètent pas ceux de l’embryogenèse zygotique. Les zygotes de Fucus sont libres et se développent de manière synchrone. La culture des zygotes se réalise facilement en eau de mer et leur adhérence naturelle en permet la manipulation aisée. De plus, leur taille relativement importante (80-100 µm) et l’absence de vacuole cellulaire permettent l’utilisation des techniques de microinjection et d’imagerie cellulaire, par ailleurs difficiles chez les végétaux supérieurs. L’abondance de matériel disponible rend possible des approches biochimiques et moléculaires au cours du développement. Enfin, les premiers événements du développement (polarisation et cycle cellulaire) se déroulent suffisamment lentement pour pouvoir les étudier avec précision. Le zygote de Fucus est donc l’unique système cellulaire végétal permettant une approche expérimentale de l’embryogenèse dans des conditions physiologiques. Cependant, la présence de nombreux pigments (chlorophylle, carotène, fucoxanthènes), d’abondants polyphénols et d’une épaisse paroi (cellulose, alginates) nécessite la mise au point de techniques adéquates de biochimie (extraction de protéines et d’ARN) et de biologie cellulaire (problèmes d’autofluorescence, de bruit de fond et d’effet d’écran en imagerie). Outre l’incompatibilité de l’environnement salin avec les techniques classiques de transformation génétique, le maintien laborieux des embryons en culture au delà de quatre semaines permet difficilement d’envisager la mise en place d’approches génétiques du développement par mutagenèse.
LE ZYGOTE DE FUCUS UN MODELE HISTORIQUE EN BIOLOGIE DU DEVELOPPEMENT
De par son accessibilité, le zygote de Fucus constitue, depuis longtemps, un matériel de choix en biologie du développement. Ainsi, dès 1854, Gustave Thuret put observer et décrire la formation des gamètes, la fécondation ainsi que le développement précoce de l’embryon de Fucus. Il remarqua notamment que le premier clivage de l’embryon s’effectue toujours perpendiculairement à l’axe du rhizoïde. Strasburger (1897), Farmer et Williams (1896, 1898) et Yamanouchi (1909) poursuivirent les études cytologiques de Thuret sur la gamétogenèse chez le Fucus, ce qui les conduisit à étudier la mitose. Dans ce cadre, la mise en place et l’organisation du fuseau mitotique ainsi que la condensation des chromosomes, dans le jeune zygote, fut minutieusement décrite. Yamanouchi remarqua que l’oosphère de Fucus ne présentait aucune asymétrie cytologique. A la même époque, Rosenvinge(1889) observa que la polarité du zygote pouvait être imposée par un gradient lumineux : la germination du rhizoïde s’effectue toujours au pôle opposé à la source lumineuse. Il nota qu’à l’obscurité les zygotes en culture dense ont tendance à germer les uns vers les autres. Ce phénomène sera qualifié plus tard d’effet de groupe (Hurd, 1920). La propriété du zygote à orienter sa germination en fonction de facteurs extérieurs suscita l’intérêt de nombreux biologistes. Des études descriptives sur l’embryon mirent en évidence la remarquable conservation des divisions embryonnaires et révélèrent le fonctionnement d’une cellule initiale tétraédrique à la base de la croissance dichotomique du thalle (Oltmanns, 1922; Nienburg 1931). Parallèlement, le zygote fit l’objet d’études fonctionnelles, qui marquent le début de l’embryologie expérimentale chez les plantes. Au début du siècle (1907), Hans Kniep s’interrogea sur le mode d’action des signaux cellulaires impliqués dans la formation du rhizoïde. Il rechercha notamment, quel pouvait être l’effet de la lumière sur ces signaux et en discuta le mode d’action putatif. Ses expériences constituent l’ébauche de nombreux travaux ultérieurs. Deux conclusions majeures s’en dégagent :
– la polarité zygotique peut être orientée à volonté par un vecteur lumineux pendant une période définie, puis le zygote, toujours sphérique, devient réfractaire à l’orientation lumineuse et germe selon la dernière orientation lumineuse qui lui a été imposée lors de sa période de photosensibilité. Ces deux périodes seront ultérieurement dénommées formation et fixation de l’axe de polarité (Quatrano, 1973).
– chez l’embryon de deux cellules ou plus, à la suite de l’ablation sélective de la (ou des) cellule(s) rhizoïdienne(s), la cellule thalle a la capacité de régénérer la partie rhizoïdienne manquante, indépendamment de l’orientation du vecteur lumineux imposée. Quatre vingt dix ans plus tard, des expériences similaires réalisées par microchirurgie laser démontrèrent l’existence d’une information de position au sein de l’embryon (Berger et al., 1994; Bouget et al., 1998).
De nombreuses autres investigations portèrent sur les facteurs influençant la polarité: Hurd, en 1920, mit en évidence l’action prépondérante de la lumière bleue sur la polarisation des zygotes et Lund (1923) découvrit qu’ils répondaient également à des champs électriques. Par la suite, Whitaker et Lowrance identifièrent de nombreux facteurs capables d’influencer la polarisation des zygotes, tels que la température (Lowrance, 1937), la force gravitationnelle (Whitaker, 1937), le pH (Whitaker, 1938) et les rayonnements ultraviolets (Whitaker, 1941). Ces auteurs définirent les différentes étapes de la photopolarisation : l’acquisition de la photosensibilité est suivie de la formation d’un axe polaire dont l’expression morphologique différée est la germination (Whitaker et Lowrance, 1936). En 1931, Knapp publia des résultats suggérant que le point d’entrée de l’anthérozoïde influence la polarisation du zygote de Cystoseira barbata. Ces résultats seront extrapolés pendant de nombreuses années au zygote de Fucus avant d’être confirmés très récemment, chez Pelvetia (Hable et Kropf, 2000). A partir des années 60, deux auteurs émergent et ont une influence considérable sur l’orientation des recherches sur les mécanismes de polarisation du zygote de Fucus : L. F. Jaffe et R. S. Quatrano. Le premier s’attache à connaître et à modéliser l’action de la lumière sur la polarité et met en évidence l’existence d’un courant transcellulaire associé à des transport de K+ et de Ca2+ au cours de l’établissement précoce de la polarité. Quatrano s’intéresse aux processus biochimiques et moléculaires mis en jeu lors de la polarisation. Ceci le conduit à définir plusieurs phases dans la polarisation et à élaborer un modèle de travail que nous détaillerons ultérieurement. Au cours des dernières années, des efforts croissants ont été réalisés afin de préciser les acteurs moléculaires et les voies de signalisation impliqués dans la polarisation. La dynamique du cytosquelette (D. L. Kropf) et les variations de calcium intracellulaire (K. R. Robinson, C. Brownlee) reçurent une attention particulière.
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Table des matières
INTRODUCTION
I EMBRYOGENESE PRECOCE DU FUCUS
A. PRESENTATION DU MATERIEL BIOLOGIQUE
A.1. Cycle de vie
A.1.1. Généralités
A.1.2. La Fécondation
A.1.3. Du zygote à l’algue adulte
A.2. Avantages et inconvénients du système biologique pour l’étude du développement embryonnaire
A.3. Le zygote de Fucus un modèle historique en biologie du développement
B. POLARISATION ET DEVELOPPEMENT PRECOCE DU ZYGOTE DE FUCUS
B.1. LA POLARISATION CELLULAIRE, EST UN PREREQUIS POUR LA MORPHOGENESEERREUR! SIGNET NON DÉFI
B.2. Photopolarisation du zygote de Fucus spiralis
B.3. Acquisition de la polarité
B.3.1. La fécondation
B.3.2. Sélection d’un axe de polarité
Les différents inducteurs de la polarité
Perception du signal lumineux
B.3.3. La formation de l’axe de polarité
B.3.4. Le cytosquelette
B.3.5. Les interactions plasmalemme-paroi
B.3.6. Le calcium libre
B.4. La fixation de l’axe de polarité
B.4.1. Le cytosquelette
B.4.2. La paroi
B.4.3. Les sécrétions polarisées et l’asymétrie pariétale
B.4.4. Les acteurs du continuum paroi-membrane-cytosquelette
B.5. Modèle de la polarisation zygotique
B.6. La germination
B.7. La division
B.7.1. La mitose
Séparation des centrosomes et rotation nucléaire
Division nucléaire
B.7.2. La cytodiérèse
II LE CYCLE CELLULAIRE
A. LES PHASES DU CYCLE CELLULAIRE
B. LES KINASES DEPENDANTES DES CYCLINES ASSURENT LA PROGRESSION DANS LE CYCLE CELLULAIRE
B.1. Identification
B.2. Différents complexes CDK/cyclines interviennent au cours des phases du cycle
cellulaire
B.2.1. Contrôle de la phase S
B.2.2. Contrôle de la mitose
B.3. Régulation des CDK
B.3.1. Structure tridimensionnelle
B.3.2. Régulation par les cyclines
B.3.3. Régulation par phosphorylation
Phosphorylations activatrices
Phosphorylations inhibitrices
B.3.4. Régulation par les CKI
B.3.5. Interactions avec les sous-unités p9
B.3.6. Régulation par synthèse
C. LES MECANISMES DE SURVEILLANCE DU CYCLE CELLULAIRE
C.1. Intégrité de l’information génétique
C.1.1. L’endommagement de l’ADN et l’inhibition de la réplication arrêtent la cellule à différents stades du cycle cellulaire
C.1.2. Voie de transduction
C.1.3. Les cibles moléculaires des points de contrôle dépendants de l’ADN
C.2. Assemblage du fuseau mitotique
D. PARTICULARITES DU CYCLE CELLULAIRE DANS LES EMBRYONS PRECOCES D’ANIMAUX
D.1. Rôle et régulation du MPF
D.2. Rôle du complexe cdk2/cycline E
D.3. Les points de contrôle du cycle cellulaire embryonnaire
E. LE CYCLE CELLULAIRE CHEZ LES VEGETAUX
E.1. Diversité des CDK et des cyclines
E.2. rôle des CDK et des cyclines
E.3. Régulation des CDK
E.3.1. Interactions avec les molécules régulatrices du cycle
E.3.2. Phosphorylations
E.4. Les mécanismes de surveillance du cycle cellulaire chez les végétaux
III DEVELOPPEMENT ET VOIES DE SIGNALISATION PAR PHOSPHORYLATION
A. GENERALITES
B. IMPORTANCE DES KINASES
C. LES CASCADES DE PHOSPHORYLATION
C.1. Dans la polarisation cellulaire
C.1.1. Polarisation chez Saccharomyces cerevisiae
C.1.2. Les adhésions focales
C.2. Dans l’établissement de la polarité embryonnaire
C.3. Dans l’embryogenèse végétale
D. COORDINATION CYCLE CELLULAIRE ET DEVELOPPEMENT
D.1. Cycle cellulaire et morphogenèse chez les animaux
D.2. Cycle cellulaire et morphogenèse chez les végétaux
D.3. Cycle cellulaire et morphogenèse chez les ascomycètes
CONCLUSION
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