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Amélioration de l’état phytosanitaire chez les plantes
De nombreuses observations ont montré que la présence des mycorhizes diminue l’effet de certaines maladies racinaires par plusieurs mécanismes :
– limitation du nombre de parasite du fait de la compétition entre les champignons MA et les parasites pour l’occupation des sites de colonisation. En effet Sikora (1979) rapporte la réduction de la population de Meloidogyne incognito chez le tabac (Nicotiana tabacum), l’avoine (Avenia sativa) et de la tomate (Lycopersicum esculentum) endomycorhizée par rapport aux témoins non mycorhizée
– augmentation des mécanismes de résistance naturelle de la plante par synthèse de chitinases. C’est le cas de la tomate, du pois et du maïs colonisés par Glomus mosseae (Dehne et al., 1978); accumulation de phytoaléxines chez la féverole (vigna unguiculata) colonisés par Glomus fasciculatum (Sundaresan et al., 1993) ; une synthèse accrue de phénols chez l’oignon (Grandmaison et al., 1993).
– Une modification de la nutrition des plantes mycorhizées par accumulation de phosphore (Daft et al., 1973 ; Davis et al., 1980).
Comme les parasites réduisent la masse du système racinaire ou sa capacité à absorber des nutriments, la colonisation endomycorhizienne permet aux racines restantes d’être plus efficaces et de compenser en partie la réduction de biomasse provoquée par le parasite. Par contre, d’autres auteurs (Dumas et al., 1989, Gianninazzi-Pearson et al., 1992) pensent que les mécanismes de résistance sont peu ou pas du tout stimulés par les mycorhizes à arbuscules.
En définitive, les mycorhizes constituent un espoir formidable pour les pays aux sols ingrats. En effet, la plupart des plantes cultivées forment des mycorhizes arbusculaires, qui constituent un outil biologique de choix pour une meilleure tolérance des plantes aux aléas environnementaux que constituent la sécheresse et la salinité, tout en favorisant la réduction de l’utilisation d’intrants chimiques (pesticides, fertilisants).
La symbiose rhizobium-légumineuse
L’azote est un composant essentiel des protéines et des acides nucléiques ; il est par conséquent un élément minéral nécessaire à tout organisme vivant (Hansen, 1994). Sous sa forme gazeuse, la molécule d’azote constitue plus de trois quarts de l’atmosphère mais, les organismes végétaux et animaux supérieurs ne peuvent l’utiliser sous cette forme. Certains microorganismes, tous des procaryotes, sont capables d’assimiler directement l’azote moléculaire N2 (Blondeau, 1980). Ce processus appelé « fixation biologique de l’azote » consiste en la réduction enzymatique de l’azote moléculaire (N2) en ammoniac (NH3).
Les plantes de la famille des Légumineuses établissent des symbioses fixatrices d’azote atmosphérique avec les bactéries du sol communément appelées rhizobiums (Allen et Allen, 1981). L’interaction rhizobium-légumineuse conduit à la formation de structures différenciées et spécialisées appelées nodules. Ces derniers apparaissent soit au niveau des racines, cas de la majorité des légumineuses, soit au niveau des tiges (nodulation caulinaire). C’est précisément à l’intérieur de ces organes que les rhizobiums se différencient en bactéroïdes capables de réduire l’azote moléculaire en ammoniac par l’intermédiaire d’un complexe enzymatique, la nitrogénase. Durant ce processus, la zone centrale du nodule prend une teinte rose caractéristique de la léghémoglobine indiquant que les bactéroïdes commencent à fixer l’azote atmosphérique. La bactérie approvisionne ainsi le partenaire végétal en azote combiné, ce dernier l’intègre dans son métabolisme azoté. En retour, la plante hôte procure à la bactérie des produits carbonés et autres nutriments issus de la photosynthèse. L’enrichissement du sol se fait par l’intermédiaire de la litière qui, après décomposition, libère l’azote sous des formes directement assimilables par les plantes. La capacité de fixation symbiotique de l’azote des légumineuses peut être améliorée en inoculant le sol avec des souches performantes de rhizobiums (Date, 2000).
La Salinisation
Définition
La salinisation est le processus par lequel les sels s’accumulent dans les sols. Ainsi les sols salins sont caractérisés des concentrations élevées de sels solubles (NaCl, Na2SO4) ou en sodium échangeable NaCO3 ou les deux à la fois.
Plusieurs facteurs tels que la topographie, la composition des couches géologiques sous jacentes et les facteurs hydrobiologiques semblent être à l’origine de ce phénomène.
L’eau de mer et les cours d’eau peuvent être source de salinisation dans les terrains adjacents faiblement lessivés. La salinisation est particulièrement marquée dans les zones arides et semi arides irriguées.
Effets du sel sur la symbiose
La salinité a des effets négatifs à la fois sur les microorganismes (champignons mycorhiziens et rhizobiums), sur les plantes hôtes et sur la relation symbiotique.
Effets sur les rhizobiums
La salinité réduit la survie et la multiplication des rhizobiums dans le sol et dans la rhizosphère. Elle affecte aussi le processus d’établissement d’infection du rhizobium (Rai et Prasad, 1983) en l’inhibant. Cette inhibition serait due au blocage des mécanismes de reconnaissance des deux partenaires symbiotiques suite à une dénaturation des sites d’infection de la plante hôte (Singleton et Ben Bohlood, 1984), et éventuellement de la bactérie. Néanmoins, l’hypothèse de l’inhibition, en milieu très fortement salin de l’expression des gènes (nod) responsables de l’inféctivité des rhizobiums n’est pas à exclure. La salinité est aussi néfaste pour la lég-hémoglobine (Delgado et al., 1994) et pour l’activité respiratoire des bactéroïdes (Delgado et al., 1993) . Le sel a aussi un effet osmotique sur la croissance des rhizobiums (El Sheikh, 1998). Cet effet résulterait d’une déshydratation et de la perte de turgescence des cellules.
L’obtention des symbioses efficaces en milieu salé nécessite au préalable des travaux pour sélectionner d’abord des plantes hôtes halotolérantes car la résistance de la plante à la salinité est, dans certains cas, plus déterminante pour la nodulation que celle de sa bactérie symbiotique (Girgis et al., 1992). Cette différence de comportement physiologique entre les deux partenaires symbiotiques soumis à des stress analogues est confirmée par les travaux de Nasr et al., (1995). En effet, ces auteurs ont conclu que l’infectivité des souches de rhizobiums semble complément inhibée à des niveaux de salinité élevés bien que les deux symbiotes soient présents.
Effets sur les champignons MA
Les champignons MA sont des symbiotes obligatoires. De ce fait, donc tout facteur environnemental qui affecte la physiologie de la plante hôte est susceptible d’affecter le champignon symbiotique.
La contrainte salinité des sols peut affecter la croissance et l’activité des champignons MA par différents mécanismes.
Effets sur la germination sporale et le pouvoir infectieux des champignons
La germination des spores de champignons MA est réduite par l’augmentation de la concentration de sel dans le sol (Hirrel, 1981 ; Estaun 1989, 1991 ; Juniper and Abbot, 1991). Certains travaux rapportent que la salinité peut agir sur les premiers stades de l’infection mycorhizienne en retardant le processus d’apparition du tube germinatif et même parfois en inhibant complètement la germination des spores. C’est ainsi que Hirrel (1981) a démontré l’effet négatif du sel sur la survie des spores de Gigaspora margarita. Toutefois, il n’est encore formellement établi que l’effet du sel sur la germination sporale est dû à un effet toxique des ions sodium ou à un effet osmotique.
Effets sur la croissance hyphale
La croissance du tube de germination peut être stimulée à proximité du système racinaire (Mosse et Hepper 1975) par l’exsudat racinaire (Graham, 1972). La stimulation de la croissance et la modification de la morphologie du tube de germination par les exsudats racinaires pourraient donc être modifiées en condition saline puisque l’exsudat racinaire est grandement influencé par la composition chimique du sol.
McMillen et al., (1998) ont montré que le sel inhibe la croissance hyphale et diminue l’extension de la colonisation mycorhizienne. De même, Estaun (1989), rapporte que la croissance de Glomus mosseae cultivé sur l’agar, est inhibée par la présence du sel.
La salinité affecte aussi la viabilité des hyphes mycorhiziens, qui constituent les principales sources de propagation des champignons et des arbuscules qui représentent les sites privilégiés d’échanges entre les deux partenaires de la symbiose. Cependant, certaines espèces de champignons possèdent une large gamme de tolérance à la salinité qui dépendrait de leur habitat d’origine (Coperman et al., 1996).
Effets sur la colonisation racinaire
Certaines études ont montré que le sel réduit la colonisation des racines par les champignons mycorhiziens arbusculaires (Hirrel et Gerdemann 1980 ; Ojal et al., 1983 ; Dixon et al., 1993 ; Mc Millen et al., 1998 ). D’autres études rapportent que la colonisation n’est pas réduite par la salinité (Levy et al., 1984 ; Hartmond et al., 1987).
Effets sur la plante hôte
Le stress salin est un facteur de déséquilibre pour l’organisme végétal à plusieurs niveaux :
– la présence du sel conduit à un abaissement du potentiel hydrique du sol menaçant ainsi l’approvisionnement en eau de la plante qui se trouve ainsi placée dans un état de stress physiologique,
– l’absorption du sel dans les tissus menace le bon fonctionnement physiologique des cellules. En effet, l’excès de sel dans le plasma conduit à des perturbations de la balance ionique, ainsi qu’à des perturbations enzymatiques, membranaires et autres macromolécules.
– lorsque la concentration excède le niveau de tolérance la plante, des perturbations fonctionnelles apparaissent au niveau de la photosynthèse par effet du sel sur le stroma chlorophyllien qui perturbe le transport des électrons (Jentschke et al., 2000).
Rôle des microorganismes symbiotiques sur la tolérance à la salinité
La tolérance à la salinité des plantes consiste en leur capacité à maintenir leur croissance dans des environnements salés (Ashraf, 1994). Les associations symbiotiques sont bien connues pour améliorer la nutrition et la productivité des plantes notamment chez les légumineuses qui sont capables de développer simultanément des associations aussi bien avec les champignons MA qu’avec les rhizobiums.
Avantage de la symbiose mycorhizienne
Plusieurs travaux ont permis de montrer les effets bénéfiques des champignons MA chez les plantes soumises à un stress salin. C’est pour cette raison que certains auteurs considèrent la symbiose mycorhizienne comme un élément important pour aider les plants à faire face aux conditions environnementales défavorables.
Les études de Hirrel (1981) sur l’oignon et celles de Ruiz-Lozano et al., (1996) sur la laitue en condition de stress salin ont montré l’effet bénéfique de la mycorhization sur la protection des plantes contre les effets néfastes du NaCl.
Les mécanismes par lesquels les champignons mycorhiziens protègent la plante sont très variables et semblent dépendre de l’espèce de champignon et de la plante hôte.
L’effet positif de Glomus mosseae et de Glomus fasciculatum sur la laitue en conditions de stress salin semble être basé sur l’augmentation de l’activité photosynthétique, la transpiration, la conductance stomacale, plutôt que sur l’augmentation de l’apport en N ou P. Les travaux de Giri et al., (2003) sur Acacia auriculiformis en condition de stress salin étayent ce résultat. En effet, ils ont montré une augmentation de la teneur en chlorophylle des plantes inoculées par rapport aux témoins. Cette augmentation en chlorophylle s’explique selon eux par une élévation de l’absorption en Mg, l’accumulation de cet élément dans les tissus, limite l’absorption de Na, connu pour ses effets négatifs sur la synthèse de la chlorophylle (Jentschke et al., 2000). Glomus sp, quant à lui favorise le développement de la plante hôte en stimulant la croissance hyphale du champignon symbiotique (Gianinnazzi-Pearson et Dem, 1982).
Selon d’autres auteurs (Giri et al., 2003 ), l’effet bénéfique de la mycorhization est lié a une accumulation de potassium. Giri et ses collaborateurs (2003) ont montré que l’augmentation de la teneur en sel du sol s’accompagne d’une accumulation de K chez Acacia auriculiformus mycorhizé. Cette accumulation de K peut être bénéfique car elle permet de maintenir un rapport k/Na élevé. Selon Coperman et al., (1996), la quantité d’ions chlorures est réduite dans les racines des plantes de tomate mycorhizées et s’accumule dans les feuilles. Cette exclusion racinaire pourrait être responsable du maintien de l’absorption de nutriments et par conséquent confère à la plante une tolérance au sel.
Avantage de la double inoculation (Rhizobiums et champignons mycorhiziens)
Les associations symbiotiques sont bien connues pour améliorer la nutrition et la productivité des plantes notamment chez les légumineuses qui sont capables de développer des associations aussi bien avec les rhizobiums qu’avec les champignons mycorhiziens
La symbiose rhizobium/légumineuse permet la réduction enzymatique de l’azote moléculaire (N2) en ammoniac (NH3) alors que la symbiose mycorhizienne développe les mécanismes physiologiques et biochimiques nécessaires à la mobilisation de phosphore du sol tout en améliorant l’état hydrique de la plante.
Certains travaux (Nabil et Coudret, 1995 ; Pons et al., 1985 ; Pfeifferand et Bloss, 1988) ont pu montrer que la tolérance des plantes à la salinité peut être améliorée par les symbiotes racinaires. Dans le cas des légumineuses, la double inoculation avec les champignons mycorhiziens et les rhizobiums augmenterait leur tolérance à la salinité (Barea et al., 1983).
Cependant les travaux de Laaziza et al., (2003), montrent que la double inoculation (champignons mycorhiziens et rhizobiums) du trèfle s’est avérée moins efficace pour l’amélioration de la production de biomasse pour les différentes doses de sel qu’ils ont utilisées. Cette étude a révélé un antagonisme entre les deux symbiotes.
Acacia nilotica
Les acacias par leur adaptabilité en conditions extrêmes et leur capacité à développer simultanément des associations aussi bien avec les mycorhizes qu’avec les rhizobiums présentent un intérêt majeur pour la restauration des sols en particulier dans les régions arides et semi arides. La grande plasticité écologique des acacias leur permet de vivre non seulement sous les tropiques africains, mais parfois sous les tropiques proches orientaux et indiens. Cette adaptabilité édapho-climatique, ainsi que l’importance économique et écologique confère au genre une place de choix parmi les plantes qui intéressent les sciences fondamentales et appliquées (Nongonierma, 1977).
Acacia nilotica est un des acacias les plus répandus et les plus communs de l’Afrique tropicale sèche, de l’Arabie et des Indes. Une telle distribution s’explique par une adaptation de l’espèce à différentes conditions climatiques. De plus, elle présente une très grande variabilité. En effet, Acacia nilotica renferme actuellement 9 sub-espèces à répartition géographique plus ou moins distincte.
Acacia nilotica résiste à des inondations temporaires et supporte une hydromorphie de longue durée. C’est certainement l’un des acacias les mieux adaptés aux milieux humides.
Cette espèce résiste également très bien à la sécheresse puisqu’elle ne commence à perdre ses feuilles qu’après 12 à 14 mois sans eau. Elle résiste, enfin, à de légères salinités puisqu’en irrigation, sa croissance reste très bonne. Selon Gupta et al., (1986), Acacia nilotica peut survivre à des teneurs de sel élevés (conductivité supérieure à 15ms/cm). Acacia nilotica ssp tomentosa peut survivre à des teneurs de sel comprises entre 2 et 2,5g/l (Nabil et Coudret 1995).
Site d’étude et prélèvements
Le site d’étude est le Parc de Diawling qui correspond à un triangle étroit délimité par l’océan Atlantique à l’ouest, et le fleuve Sénégal à l’Est, dans l’extrême sud-ouest de la Mauritanie (figure 4). Cette zone soumise aux crues du fleuve Sénégal et aux fortes marées de l’océan Atlantique favorise la salinisation et constitue une contrainte majeure des sols de Diawling.
Six échantillons de sol ont été prélevés sous Acacia nilotica entre 0 et 15 cm de profondeur, à différents endroits localisés à l’intérieur du parc.
La formation végétale ligneuse du Parc est composée essentiellement d’Acacia tortilis, Acacia nilotica, Acacia senegal, Faidherbia albida et Euphorbia balsamifera. Quant aux herbacées, elles sont dominées par Chloris prieuri, Cenchrus bifloris, Zygophyllum simplex, Heliotropium ovalifolium, Heliotropium ramossissimum, Schoenfeldia gracilis, Boerhavia erecta, Aristida mutabilis, Dactyloctenium aegyptium.
Estimation du potentiel mycorhizogène
Une partie des échantillons de sol a été utilisée dans le but d’estimer le potentiel mycorhizogène par la méthode MPN (Most Probable Number).
Préparation des dilutions de sol
Pour déterminer le potentiel mycorhizogène, les six échantillons de sol ont été mélangés et homogénéisés à raison de 310g de sol par échantillon. Une partie de cet échantillon commun (1800g) a été stérilisée à 120°C pendant 2h. Les dilutions suivantes ont été effectuées :
10 –1 (30g de sol non stérile de l’échantillon commun + 270g du même sol stérile) ;
10-2 (30g du sol 10-1+ 270g de sol stérilisé) ;
10-3 (30g du sol 10-2 + 270g de sol stérilisé) ;
10-4 (30g du sol 10-3+ 270g de sol stérilisé) ;
10-5 (30g du sol 10-4+ 270g de sol stérilisé) ;
10-6 (30g du sol 10-5+ 270g de sol stérilisé).
Pour chaque niveau de dilution, cinq répétitions ont été effectuées et mis dans des pots à raison de 50g par pot (Annexe1).
Préparation des graines
Les graines de maïs utilisées pour la culture ont été désinfectées à l’eau de javel (10 %) pendant 3 min puis rincées avec de l’eau stérile avant de les mettre en germination dans des boîtes de Petri contenant de l’eau gélosée (0,8%). Elles sont mises en incubées à l’obscurité à 30°C. Après 48 heures, les graines prégermées ont été repiquées dans les pots contenant les différentes dilutions.
Coloration et Observation histologique des racines
Après six semaines de culture, les plantes de maïs ont été récoltées et leurs racines soigneusement rincées à l’eau de robinet afin de les débarrasser des particules de sables. Ces racines ont été mises dans des tubes à essai et colorées selon la méthode de Phillips et Hayman (1970).
Les fragments de racines sont trempés dans une solution de KOH (10 %) puis portés à ébullition au bain marie pendant 1h à 90°C afin de les éclaircir et de vider leur contenu cytoplasmique. Le KOH est éliminé par rinçage à l’eau et remplacé par du bleu de Trypan puis les tubes contenant les racines sont portés à ébullition pendant 20 min. Un dernier rinçage est effectué à la fin de la coloration pour éliminer l’excès de colorant.
Le système racinaire de chaque plante est observé à la loupe afin de déterminer s’il y a infection par des champignons arbusculaires ou pas. La plante est considérée comme mycorhizée si au moins un point d’infection ou une figure de colonisation est observé.
Estimation du MPN par la méthode de Cochran
Cette estimation a été faite à l’aide de la table 1 de Cochran, 1950 (Annexe 2). Le principe de cette lecture consiste à considérer comme p1 le plus faible niveau de dilution présentant le plus de plants mycorhizés. Le total de plants mycorhizés de cette dilution et des deux suivantes respectivement p2 et p3 donne un nombre de trois chiffres que l’on reporte sur la table de Cochran. Ce nombre correspond à un coefficient. Pour obtenir le MPN de 50g de sol initial, il faut multiplier ce coefficient par le facteur de dilution de p2. L’écart type correspondant est obtenu en utilisant la table 2 de Cochran (Annexe 3).
Piégeage des champignons
Les échantillons de sols et de racines ramenés du site d’étude ont été utilisés pour le piégeage des champignons MA en serre. Le maïs (Zea mays) a été utilisé comme plante piége dans des pots de polyéthylène (1.5 kg) contenant du sable de plage stérile. Dans chaque pot, 2 à 3 graines de maïs préalablement imbibées dans de l’eau stérilée pendant 2h sont mises à germer. Après la levée, les plants ont été inoculés en enfonçant quelques grammes de sol de piégeage (échantillonné du site d’étude) autour du système racinaire de la plante-piége.
Un arrosage régulier à la capacité au champ de 75% avec l’eau de robinet a été effectué avec apport de solution nutritive de Long Ashton (Hewitt, 1996) (Annexe 4) tous les 15 jours.
La culture a été maintenue pendant cinq mois au bout desquels la récolte a été effectuée.
Le substrat et les racines des plantes ont été conservés à 4°C jusqu’à utilisation.
Extraction de spores
L’extraction de spores a été effectuée selon la méthode du tamisage humide décrite par Gerdemann et Nicolson (1963). Un échantillon de cent grammes de chaque sol de piégeage a été mélangé avec un excès de l’eau de robinet dans un bêcher. Ce mélange eau-sol a été agité quelques minutes puis laissé décanter pendant quelques secondes. Le surnageant contenant les spores a été filtré à travers un jeu de tamis de mailles décroissantes (500m, 200m, 100 m, 50m).
Afin de récupérer le maximum de spores l’opération de tamisage humide a été répétée au moins trois fois. Les particules retenues dans les tamis de 200m, 100m et 50m ont été récupérées dans des tubes de centrifugation (tubes corex de 25 ml) puis deux solutions de saccharose (20% et 60%) ont été injectées successivement à l’aide d’une pipette au fond des tubes. Après centrifugation à 3000 tours par minute pendant trois minutes et à 4°C, les spores et les particules en suspension dans la solution de saccharose ont été récupérées à l’aide d’une pipette et placées dans un tamis de 50m. Un dernier rinçage à l’eau permet d’éliminer le saccharose puis le contenu du tamis est recueilli dans une boîte de Petri. Les spores sont prélevées sous la loupe à l’aide d’une pipette et placées dans des tubes Eppendorf contenant un mélange (glycérol / éthanol absolu v/v) permettant une meilleure conservation.
Etude de l’efficience des champignons arbusculaires sur Acacia nilotica en condition de stress salin.
Substrat de culture et matériel végétal
Du sol de Sangalkam caractérisé par une teneur faible en phosphore assimilable (5,5 ppm), (Ba et al., 1999) a été utilisé comme substrat de culture pour cette expérience. Ce sol a été stérilisé à 120°c pendant 2h.
Le matériel végétal est constitué de graines de A. nilotica var adestringensi (provenance Ndiobène). Ces graines ont été mises à notre disposition par le Projet National de Semences Forestières (PRONASEF).
Les graines de A. nilotica ont été traitées par scarification dans de l’acide sulfurique (H2SO4) concentré à 96 % pendant 2h puis abondamment rincées avant d’être imbibées pendant une nuit dans de l’eau distillée stérile. Ensuite, elles ont été mises à germer dans des boîtes de Petri contenant de la gélose (0,8 %) et placées à l’obscurité à 30°C pendant 48 heures. Après germination, les plantules ont été repiquées dans des gaines en plastique de capacité 1,5kg contenant du sol stérile de Sangalkam. Les plantes ont été placées en serre et la durée de l’expérience a été de 105 jours.
Matériel fongique
Le matériel fongique utilisé est constitué de quatre espèces de champignons arbusculaires appartenant à la collection du Laboratoire Commun de Microbiologie (LCM). Cette collection est entretenue par culture régulière avec des plantes mycotrophes comme le maïs (Zea mays) dans un substrat de culture constitué de sable grossier de plage. Ce sol se caractérise par sa pauvreté en phosphore. Les champignons utilisés sont :
Glomus mosseae (Nicholson & Gerd.Gerd. & Trappe) (DAOM 227131), Isolé a Diokoul au Sénégal
Glomus fasciculatum (Thaxter sensu Gerdemann Gerd.)(DAOM227130), Isolé au Québec au Canada ;
Glomus intraradices (Schenk et Smith) (DAOM197198), Isolé au Québec au Canada ; Glomus aggregatum (Schenke& Smith emendand. Koske) (DAOM227128), Isolé à Dindéresso au Burkina Faso.
Dispositif expérimental et inoculation des plants
Le dispositif expérimental adopté est un dispositif en bloc totalement randomisé avec 2 facteurs. Le premier facteur est l’inoculation avec 5 niveaux (témoin, G. mosseae, G. aggregatum, G. fasciculatum, G. intraradices) et le deuxième facteur, la salinité avec 5 niveaux (0 mM, 200 mM, 400 mM, 600 mM et 800 mM). Chaque traitement est répété 10 fois soit un total de 250 plants. L’inoculation a été réalisée au cours de la transplantation des graines prégermées. Chaque plante a reçu 20g d’inoculum placés au niveau du système racinaire des jeunes plantes. L’application de NaCl a été faite après 15 jours de culture.
Paramètres mesurés
Les paramètres suivants ont été mesurés au cours de cet essai :
– La croissance : la croissance en hauteur des plantes a été mesurée tous les 15 jours pendant 105 jours de culture ;
– Le poids : au terme de l’expérience, les parties aériennes et racinaires des plantes ont été récoltées et séchées à l’étuve (80°C pendant 48h) puis pesées avec une balance de précision afin de déterminer le poids de matière sèche.
– La mycorhization L’estimation de l’état de mycorhization du système racinaire a été réalisée selon la méthode décrite par Trouvelot et al., (1985) (Annexe 5) après coloration au bleu de Trypan afin de déterminer la fréquence et l’intensité de mycorhization en condition de stress salin. La fréquence de mycorhization encore appelée taux de mycorhization s’exprime en pourcentage et se calcule comme suit : F (%) = (nb de fragments mycorhizés / nb total de fragments) x 100. L’intensité de l’infection est exprimée en pourcentage et se calcule comme suit : I (%) = (90n5 + 70n4 + 30n3 + 5n2 + n1) 100
Ou n5 = nombre de fragments notés 5
n4 = nombre de fragment notés 4 etc.
– Le taux de mortalité est déterminé en faisant le rapport nombre de plantes mortes après application du stress sur le nombre total de plantes initial100.
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Table des matières
INTRODUCTION
CHAPITRE 1 SYNTHÈSE BIBLIOGRAPHIQUE
1. La symbiose mycorhizienne
1.1. La symbiose mycorhizienne arbusculaire
1.2. Classification des champignons MA
1.3. Les avantages de la mycorhization
1.3.1. Une meilleure nutrition hydrominérale
1.3.2. Amélioration de l’état phytosanitaire chez les plantes
2. La symbiose rhizobium-légumineuse
3. La salinisation
3.1. Définition
3.2. Effet du sel sur la symbiose
3.2.1. Effets sur les rhizobiums
3.2.2. Effets sur les champignons MA
3.2.2.1. Effets sur la germination sporale et le pouvoir infectieux des champignons
3.2.2.2. Effets sur la croissance hyphale
3.2.2.3. Effets sur la croissance colonisation racinaire
3.3. Effets du sel sur la plante hôte
4. Rôle des microorganismes symbiotiques sur la tolérance à la salinité
4.1. Avantage de la symbiose mycorhizienne
4.2. Avantage de la double inoculation (Rhizobiums et champignons mycorhiziens)
5. A. nilotica
5.1. Description
5.2. Phénologie
5.3. Utilisation
CHAPITRE 2 MATERIEL ET METHODES
1. Site d’étude et prélèvements
1.2. Potentiel mycorhizogène des sols étudiés
1.2.1. Préparation des dilutions de sols
1.2.2. Préparation des graines
1.2.3. Coloration et observation histologique des racines
1.2.4. Estimation du MPN par la méthode de Cochran
2. Piégeage des champignons
2.1. Extraction de spores
3. Efficience des champignons arbusculaires sur A. nilotica en condition de stress salin
3.1. Substrat de culture et matériel végétal
3.2. Matériel fongique
3.3. Dispositif expérimental et inoculation des plants
3.4. Traitement salin
3.5 Paramètres mesurés
-La croissance
-Le poids
-La mycorhization
-Taux de mortalité
3. 6. Analyses statistiques
4. Etude des Rhizobiums
4.1. Culture des plantes en tubes et inoculation
4.2. Isolement et constitution d’une collection de souches
4.3. Caractérisation moléculaire des souches isolées par PCR /RFLP
4.3.1. Amplification de la région intergénique 16S-23S
4.3.2. Analyse du polymorphisme de longueur des fragments de restriction
CHAPITRE 3 RESULTATS
1 Potentiel mycorhizogène des sols.
2. Piégeage
3. Extraction des spores
4. croissance en hauteur des plants d’A. nilotica
5. Effet de la concentration en sel (NaCl) et de la mycorhization sur la production de matière sèche
6. Influence du sel sur la mycorhization
6.1. Etablissement de la mycorhization
6.2. Fréquences et intensités de mycorhization
7. Taux de mortalité
8. Analyse de la diversité des rhizobiums présents dans les nodules obtenusix par piégeage
CHAPITRE 4 DISCUSSION
Conclusions et Perspectives
Références bibliographiques
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