Soutenance mémoire
Contraintes de la culture d’arachide
Les principales contraintes relatives à la production de l’arachide peuvent être des contraintes variétales, structurales, liées aux ennemis des cultures, aux facteurs climatiques et aux techniques culturales (Ntoukam et al, 1996). La pression des maladies et ravageurs qui s’exercent depuis le semis jusqu’au stockage des récoltes est un facteur aggravant et peut être la cause d’échec de la culture (Zorzete et al, 2011). Parmi les contraintes liées aux maladies des cultures, la rouille combinée à la cercosporiose peuvent entraîner des pertes de rendement atteignant 70 % (Maiti et al, 2002). La cercosporiose à elle seule est responsable d’environ 53 % des pertes de rendement de l’arachide (Ntoukam et al, 1996). La rosette est la maladie de l’arachide la plus destructrice, puisqu’elle conduit à des pertes de rendement de 30 à 100 % (Ntare, 2007). A l’échelle mondiale, les insectes ravageurs les plus importants sont notamment des pucerons (Aphis craccivora), des thrips (Frankliniella spp.), des cicadelles (Empoasca dolichi et Hilda patruelis), des vers blancs (larves de différents coléoptères) et des termites (surtout Microtermes sp.). Les ténébrions et les mille-pattes semblent moins fréquents. En général, les ravageurs du sol sont responsables de dégâts plus importants que les insectes suceurs ou phyllophages (Ntare, 2007).
Accroissement du volume de sol exploitable
Les possibilités d’échanges entre les racines d’une plante et le sol sont limitées au volume de sol accessible aux racines. Ce volume correspond à la rhizosphère(Fig.4). Lorsque les racines sont prolongées par des hyphes fongiques, le volume de sol exploitable augmente, il y a création d’une mycorhizosphère qui amplifie de façon très significative la zone dans laquelle la plante peut extraire de l’eau et des éléments nutritifs et peut explorer des couches humides situées à grande profondeur. Chez certaines plantes de déserts (exemple les Acacias), les hyphes extra-racinaires peuvent aller extraire l’eau à plusieurs dizaines de mètres de profondeur (Lambers et al, 2008).
Facteurs influençant la symbiose fixatrice d’azote atmosphérique
La plus grande partie des légumineuses, 88% des espèces étudiées interagissent avec les Rhizobia pour former des nodules fixateurs d’azote (Faria et al, 1989). L’interaction entre la plante et la bactérie débute dans la rhizosphère, et la croissance des bactéries se fait de manière sélective par la plante (Savka et al, 2002). Certains facteurs environnementaux, comme l’acidité du sol, la température, peuvent limiter la croissance et l’activité des bactéries (Obaton, 1992). Des légumineuses de zones tropicales comme le niébé (Vigna unguiculata) et l’arachide (Arachis hypogaea) ont un optimum de croissance à un pH allant de 5 à 6,5. Cependant, il peut y avoir baisse de nodulation même pour les souches acidotolérantes sur les sols riches en aluminium (Franco et Munns, 1982). Des études faites par Kimou et Zengbe (1994) cités par Nwaga et Ngo Nkot (1998), montrent que l’acidité et la pauvreté du sol en phosphore assimilable constituent un facteur limitant à l’activité des bactéries fixatrices d’azote. En effet la réaction de fixation de l’azote est très coûteuse en énergie et en pouvoir réducteur. Dans un système biologique fixateur d’azote les conditions optimales de la catalyse biologique correspondent aux températures ambiantes locales (25 à 35°C).
Les applications pratiques des symbioses rhizobiennes
Les légumineuses sont des plantes cultivées de grande importance agro-alimentaire. En raison de leur teneur élévée en protéines, elles sont utilisées pour l’alimentation humaine et animale. Leur aptitude à fixer l’azote atmosphérique et le développement important du système racinaire de certaines espèces en font des plantes privilégiées pour la régénération de la fertilité des sols, en particulier grâce à leur utilisation comme engrais vert (Anonyme 5, 2009). La pratique de l’inoculation contrôlée des légumineuses cultivées par des souches de Rhizobium choisies pour leur efficience est déjà ancienne. Cette pratique permet des augmentations de rendement significatives chez certaines espèces, mais ne permet pas la supression de l’utilisation des engrais azotés en culture intensive (Davis et al, 2010). L’adoption de cette pratique par les riziculteurs, en Afrique et en Asie, se heurte cependant à de nombreux facteurs limitants qui sont principalement socio-économiques (Welbaum et al, 2003) L’inoculation doit tenir compte de la compétitivité des souches sélectionnées face aux souches sauvages se trouvant déjà dans le sol, compétitivité et efficience étant deux caractères distincts. La différence de compétitivité entre souches traduit en fait, une différence dans l’adsorption de la bactérie à la surface de la racine. L’étude de la compétition nécessite donc une meilleure connaissance des phénomènes impliqués dans l’adsorption des Rhizobium sur la surface racinaire. L’inoculation présente surtout un intérêt dans des sols carencés en azote recevant pour la première fois une légumineuse. Dans des sols dans lesquels on cultive une légumineuse depuis de nombreuses années, l’inoculation se heurte au problème de la compétitivité des souches améliorées face aux souches sauvages préexistantes et cela, même dans les sols carencés en azote (Roger et al ,2001).
Méthode d’extraction des spores fongiques
La connaissance de la biologie et l’écologie des champignons MA est limitée par des difficultés de techniques à la fois pour identifier et qualifier les espèces présentes dans les sols (Brundrett et Abbott, 2002). Le nombre et la nature des spores varient en fonction du type de sol, de son traitement ainsi que du type de culture. Les spores des CMA sont les plus souvent libres dans le sol. Généralement, elles ont un diamètre de 50 à 500 micromètres et peuvent donc être séparées des fines particules de sol par tamisage humide (Gerdemann et nicolson, 1963). La technique de tamisage consiste à: Superposer une série de tamis (6 tamis) de mailles micrométriques de différentes ouvertures : 400 µm, 300 µm, 200 µm ,150 µm ,100 µm et 50 µm. L’échantillon de sol (200 g) est déposé sur la série de tamis et soumis à un jet d’eau du robinet jusqu’à ce que l’eau qui en sorte devienne claire et limpide (Fig .15.1). Les tamisats du sol de chaque tamis sont recueillies dans des flacons (33cl) étiquetés. Une fraction de chaque flacon est versé dans une boîte de Pétri, diluée avec de l’eau distillée et observée à la loupe binoculaire. Les spores sont récoltées à l’aide d’une micropipette (Fig. 15.2 et 15.3) afin d’être montées entre lame et lamelle et observées au microscope. Des méthodes d’ADN ont été récemment utilisées pour identifier les champignons MA dans les sols (Clapp et al, 1995; Helgason et al, 1999).Toutefois, les donnés obtenues par ce moyen ont été limitées en raison de la difficulté des techniques (Sanders et al, 1996; Douds et Millner, 1999;Lanfrano et al, 1999). L’extraction des lipides et l’analyse des profils d’acides gras est une autre méthode prometteuse pour quantifier les champignons MA dans les sols (Graham et al, 1995;Olsson, 1999). Pour identifier les différentes spores, nous avons utilisé le manuel de Schenck et Perez (1990) et le site de Blaszkowski(2006).
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Table des matières
Introduction générale
CHAPITRE I : REVUE BIBLIOGRAPHIQUE
I-L’arachide
1.1-Origine et systématique de l’arachide
1.2-Mode de reproduction et description
1.3-Écologie
1.4-Contraintes de la culture d’arachide
15-Importance de l’arachide
1.5-1 Alimentation humaine
1.5-2 Alimentation du bétail
1.5-3 Agriculture
1.5-4 Economie
1.6- La production mondiale
1-7-La production algérienne
II-Les symbioses de l’arachide
2.1-La symbiose mycorhizienne
2.1.1-Généralités
2.1.2-Différents types de mycorhizes
2.1.3-Classification des champignons mycorhiziens
2.1.4-Partenaire
2.1.4.1-Plantes hôtes
2.1.4.2-Champignons
2.1.4.3-Développement de la symbiose
2.1.4.4-Les avantages de la symbiose MA
2.2-La symbiose Rhizobienne
2.2.1-Les partenaires de la symbiose Rhizobium-Légumineuse
2.2.1.1-Les légumineuses hôtes
2.2.1.2-Le Rhizobium
2.2.2 -Déroulement de la symbiose : la fixation de l’azote
2.2.3-Intérêts de la symbiose Rhizobia-légumineuses
2.2.4-Facteurs influençant la symbiose fixatrice d’azote atmosphérique
2.3-Les applications pratiques des symbioses MA et rhizobiennes
2.3.1- Les applications pratiques des symbioses MA
2.3.2-Les applications pratiques des symbioses rhizobiennes
CHAPITRE II: MATÉRIELS ET MÉTHODES
1-Présentation de la région et de la station d’étude
1.1-Localisation de la région et de la station d’étude
1.2-Caractéristiques climatiques
2-Prélèvement du sol de la station d’étude et piégeage des microorganismes
3-Analyse des paramètres physico-chimiques du sol
3-1 -pH eau et pH KCl
3-2- Carbone totale et matière organique
3-3- Calcaire total
3-4- La texture
3-5- L’azote total
3-6 -Le phosphore total
4-Mise en évidence de la colonisation des racines de l’arachide par les CMA
5- Estimations du taux de colonisation par les champignons MA
6-Evaluation de la biodiversité et de l’abondance des spores de CMA présentes dans le sol d’étude
6-1 -Méthode d’extraction des spores fongiques
6-2 -Préparation des lames
6-3- Description des spores
6.3.1-Morphologie générale
6.3.2 -Sélection de spore et production d’inoculum
6.3.3-Evaluation de l’abondance des spores dans le sol d’étude
7-Etude du potentiel mycorhizogènes du sol d’étude
7-1 Description de la méthode du nombre le plus probable
7-2 Méthode de calcul du MPN
8-Evaluation de l’infectivité des Rhizobiums piégés
9-Isolement des Rhizobium à partir des nodules racinaires de l’arachide
9-1 -Isolement selon la méthode du nodule écrasé
9-2-Distinction des souches selon la méthode de la coloration de Gram
9-3 -Purification et conservation des isolats
9-4 -Identification des isolats
9-4-1- Test distinctif entre Rhizobium et Agrobacterium
9-4-1-1-Test de 3-cétolactose
9-4-1-2 -Test de nodulation
9-5 Caractérisations phénotypiques des isolats Rhizobiens
9-5-1 Test cytomorphologique: Vitesse de croissance: Test Y.M.A+BMB
9-5-2 Tests nutritionnels
9-5-3 Tests physiologiques
10- L’endosymbiose contrôlée de l’arachide
10-1- L’inoculation contrôlée en conteneurs
10-1-1- Le substrat de culture
10-1-2 -L’inoculation par le Rhizobium
10-1-3 -L’inoculation par les champignons AM
10-1-4 -Le dispositif expérimental
10-2-Dispositif expérimental de l’inoculation de l’arachide au champ
10-2-1-La double inoculation par les Rhizobiums et les CMA
10-3 -Paramètres étudiés
10-3-1-Paramètres de croissance
10.3.1.1 -Nombre moyen de fleurs par plant
10.3.1.2- La hauteur moyenne de la tige principale
10.3.1.3 -Le poids frais moyen de la partie aérienne
10.3.2 -Paramètres de rendement
10.3.2.1 -Nombre moyen de gousses
10.3.2 .2 -Le poids frais de gousses
10.3.2.3 -Calibre des gousses
10.3 3 -paramètres de la symbiose
10.3.3. 1 -La hauteur du système racinaire
10.3 .3.2 -Le poids frais du système racinaire
10.3.3.3 -Le nombre des nodules par plant
10.3.3. 4-Le poids frais des nodules par plant
11. Traitements statistiques des données
CHAPITRE III : RESULTATS ET DISCUSSION
I. Etat de la colonisation mycorhizienne arbusculaire de l’arachide dans la station d’étude
I .1.Résultats
I.1.1. Analyse du sol
I.1.2 La mycorhization naturelle de l’arachide dans la station d’étude
I.1.3. MPN des sols des stations d’étude
I.1.4. Diversité sporale
I.2. Discussion
II-Caractérisation phénotypique des Rhizobia
II-1.Résultats
II.1.1 Dénombrement et description des nodules formés sur l’arachide
II-1-2 Isolement et identification
II-1-2-1 Examen microscopique
II-1-2-2 Examen morphologique
II-1-2-3 Croissance sur les différents milieux de culture
II-1-2-3-1 Sur le milieu YMA –Rouge Congo (RC)
II-1-2-3-2 Sur milieu YMA +Bleu de Bromothymol (BTB)
II-1 -2-3-3-Sur milieu GPA + Poupre de bromocrésol (BCP)
II-1-2-4 Test distinctif entre Rhizobium et Agrobacterium: Test du 3- Cétolactose
II-1-2-5 Test de nodulation
II-1-2-6 Test nutritionnel (Utilisation de la source de carbone)
II-1-2-7 Tests physiologiques
II-1-2-7 -1 Tolérance au sel (NaCl)
II-1-2-7-2 Effet de la température
II-1-2-7-3 Croissance à différents pH
II-3 Discussion
III- l’endosymbiose contrôlée d’Arachis hypogaea (L.) en conteneurs
III-1 Résultats
III-1-1-1 Les Paramètres de croissance
III-1-1-2 Paramètres de rendement
III-1-1-3 Paramètres de la symbiose
III-2 Discussion
III-1-2 Résultats
IV-L’endosymbiose contrôlée d’Arachis hypogaea (L.) au champ
IV.1 Résultats
IV -1-1Les paramètres de croissance
IV-1 -2 Les paramètres de rendements
IV -1 -3 Les paramètres de la symbiose
IV.2 Discussion
Conclusion et perspectives
Références bibliographiques
Annexes
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