Effet protecteur d’un pigment de diatomée bleue contre le pathogène bactérien Vibrio splendidus

MYTILUS EDULIS

  La moule bleue (Mytilus edulis) est un mollusque bivalve épibenthique appartenenant à la famille des Mytilidés. Il s’ agit d’ une espèce ovipare dioïque à fécondation externe. En milieu naturel, l’émission des gamètes dans la colOlme d’eau est synchrone entre les mâles et les femelles afin d’ en favoriser la rencontre. Le cycle de développement larvaire (Figure 1) dure trois à quatre semaines. Ce cycle débute par une phase larvaire planctonique lécithotrophe, à laquelle se succèdent une phase de croissance, puis une phase de fixation. Au cours de la première phase, un embryon cilié se différencie, 24 à 48 heures après la fécondation, en larve trocophore. Cette larve est dotéee d’ un cil apical et d’un vélum qui lui permettent de nager. Par la suite la larve entre dans la phase de croissance sous la forme de larve véligère (larve « D-véligère », du à sa forme) qui se déplace et s’alimente dans la colOlme d’ eau. En vieillissant, la coquille se bombe vers l’extérieur au niveau de la charnière pour former l’ umbo. La larve est alors dite « umbo-véligère ». Parallèlement au développement du pied qui permettra à la larve de de ramper sur le substrat et de synthétiser les filamnets de byssus essentiels à la fixation, la coquille continue de se déformer jusqu’ à obtenir une forme arrondie. Quelques jours avant l’ acquisition de la compétence pour la fixation, un œil photosensible se développe sous la coquille. Lorsque la compétence est acquise, la larve nommée pédivéligère a atteint une taille allant de 260 !lm à 300 !lm selon les auteurs (Toupoint, 2012). Lorsque les conditions sont favorables, les larves se fixent au substrat à l’ aide d’ un filament de byssus et amorcent leur métamorphosent en post-larves. Le succès de fixation-métamorphose des larves jeunes moules dépend de plusieurs facteurs physiques et biologiques et est donc très variable. Cette étape est une phase critique pour le développement puisqu’elle requiert une grande quantité de réserves énergétiques. En effet, une fois la métamorphose initiée, le vélum est totalement phagocyté et les besoins métaboliques seraient assurés par les nutriments stockés dans les réserves énergétiques (Bayne 1976).

LES BACTERIES DU GENRE V/BRIO

   Les bactéries du genre Vibrio sont des pathogènes de nombreuses espèces de bivalves. Vibrio splendidus a été associée aux événements de mortalité de masse dans la production de C. gigas en France (Sugumar et al. , 1998; Gay et al., 2004). V splendidus a également été isolé de cultures larvaires de Palourde commune (Rudttapes decussatus) (Gomez-Leon & Villamil, 2005) et de coquilles Saint-Jacques (Pecten maximus) sujettes à des mortalités massives en Norvège (Torkildsen et al., 2005). Les agents de la virulence des bactéries du genre Vibrio ont été décrits et des exotoxines (hémolysines, protéases, toxines ciliostatiques) ont été identifiées chez les Vibrios pathogènes des bivalves (Paillard et al. , 2004). Les effets de V splendidus sur la moule commune sont bien connus. Brièvement, la fonctionnalité hémocytaire serait affectée par une réduction de leur capacité d’adhésion au pathogène, affectant ainsi la phagocytose (Labreuche et al., 2006; Tanguy et al., 2013). La défense immunitaire des bivalves contre les pathogènes réside uniquement en un système inné. Ce système, par le biais des hémocytes, est capable de reconnaître des molécules uniques présentes à la surface des . . mlcro-organnismes comme les lipopolysaccharides (LPS), pour les bactéries GRAM(-), et les peptidoglycanes pour les bactéries GRAM(+) (Costa et al., 2009). Suite à une infection bactérienne, les hémocytes sont responsables de différentes réactions de défenses cellulaires telles que la phagocytose et l’ activation d’une variété de réactions cytotoxiques comme la production d’ enzymes lysosomales et de peptides antimicrobiens (AMPs) (Mitta et al., 1999; Li et al. , 2008).Chez les larves de bivalve, les symptômes de la maladie induite par les bactéries du genre Vibrio , appelée nécrose bacillaire ou « Vibriose », ont d’abord été décrits chez Crassostrea gigas et Mercenaria mercenaria par Tubiash et al., 1965 et Elston et Leibovitz., 1980. La nécrose est alors caractérisée par une déciliation et une perte des cellules épithéliales du vélum, une croissance bactérienne à l’intérieur de la coquille et au niveau du manteau ainsi qu’un comportement de nage anormal. Il est maintenant connu que les impacts d’une infection sur la physiologie larvaire sont multiples. Entre autres, l’ activité d’ alimentation est réduite, ce qui modifie la gestion énergétique de la larve par une réduction du taux métabolique, l’utilisation des réserves énergétiques, l’ activation de la poxydation et la diminution du stockage des lipides (Genard et al., 2013).

HASLEA OSTREARIA & MARENNIE

  Haslea ostrearia est une diatomée pennée faisant partie de la classe des Bacillariophyceae. Il s’agit d’ une espèce marine tychopélagique (Robert, 1983), qui est donc benthique, planctonique et occasiOlmell ement épiphyte, vivant en eau tempérée ou tropicale (Round et al., 1990). Elle est euryhaline et se développe sous une luminosité compatible avec de faibles hauteurs d’eau (Neuville & Daste, 1978). L’ une de ses particularités est de produire un pigment bleu vert connu sous le nom de marennine (Lankester, 1886). La voie de synthèse de la molécule est toujours inconnue, mais on sait qu’elle est localisée au niveau de complexes vésiculaires cytoplasmiques aux apex de la cellule, avant d’être relarguée dans le milieu (Nassiri et al. , 1998). Le pigment soluble s’ accumule ainsi dans le milieu et, par médiation chimique, inhiberait la croissance des autres espèces microalgales présentes. Cet effet allélopathique de la marelmine offrirait donc un avantage en termes de compétition interspécifique et contribuerait à prolonger le « bloom » d’ H ostrearia (Pouvreau et al., 2007). Ce phénomène est connu depuis longtemps et les ostréiculteurs français l’utilisent traditionnellement pour le verdissement des huîtres. Afin de réaliser cet affinage, les bivalves sont placés dans des bassins peu profonds (appelés claires) dans lesquels l’ eau de mer est renouvelée régulièrement et où H ostrearia se développe de manière sporadique. Les branchies et palpes labiaux des huîtres se colorent en vert suite au contact de l’ eau chargée de marennine (Neuville & Daste, 1978), ce qui permet de les commercialiser en tant que « fines de claires vertes ».

Haslea ostrearia & marennine production

   Ali experiments were conducted at the Station acquicole de Pointe-au Père (UQAR, 48° 31 ‘ N; 68° 28 ‘ W, Quebec, Canada). Algal production was carried out using an axenic strain of Haslea ostrearia (NCC-136) isolated from Bourgneuf Bay, France and provided by NCC (Nantes Culture Collection). Axenic cultures were grown in a semicontinuous mode in 50 kDa (Romicon, KOCH Membrane) ultrafiltered seawater enriched with F/2 medium (Guillard, 1975) and 30 mg L- 1 silicates. Cultures were produced in two 100 L flat bottom circular photobioreactors (PBRs) at light intensity of 180 )lmol photons m2 S-l, 14/1 Oh light/dark cycle, tempe rature of 20°C and salinity of 28.  Marennine concentration was determined on the cell-free culture water (syringe-filtered on 0.22 )lm) using Beer-Lambert law. Optical density was measured at 677 nrn in a 10 cm cell using a spectrophotometer (Cary 100 Bio UV-Visible, Agilent Technologies) and the specific extinction coefficient for extracellular marennine (f,677 = 12.13 L g-l cm1) , as stated in Pouvreau et al. (2007). When maximal marennine concentration was reached (around 6.2 mg L- 1 ) , the water containing the marennine (blue-water, BW) from each of the PBRs was filtered (1 )lm) using a centrifugaI pump and stored for less than one week in high-density polyethylene bottles at 16°C in the dark.

Table des matières

INTRODUCTION GÉNÉRALE
CHAPITRE 1 Effet protecteur d’un pigment de diatomée bleue (marennine) contre le pathogène bactérien Vibrio splendidus pour les larves de moule bleue Mytilus edulis : utilisation potentielle en écoseries de bivalve 
1.1 RESUME
1.2 PROTECTIVE EFFECT OF A BLUE DIATOM PIGMENT (MARENNIE) AGAINST THE PATHOGENIC BACTERIA VIBR/O SPLENDIDUS FOR THE BLUE MUSSEL MYTIL US EDULIS LARVAE : A POTENTIAL USE IN BIVALVE HATCHERlES
1.3 INTRODUCTION
1.4 MATERIAL & METHODS
1.5 RESULTS
1.6 DISCUSSION
1 .7 CONCLUSIONS
COCLUSION GÉNÉRALE
ANNEXE 
RÉFÉRENCES BIBLIOGRAPHIQUES

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